Tríade catalítica

O encima protease TEV^[a] contén un exemplo de tríade catalítica de residuos de aminoácidos (en vermello) no seu sitio activo. A tríade consiste en aspartato (ácido), histidina (base) e serina (nucleófilo). O substrato (en negro) é unido ao sitio de unión para orientalo cara ás proximidades da tríade. (PDB 1LVM)

Unha tríade catalítica é un conxunto de tres aminoácidos coordinados que se poden encontrar no sitio activo dalgúns encimas.^[1][2] As tríades catalíticas encóntranse máis comunmente en encimas hidrolases e transferases (por exemplo, proteases, amidases, esterases, acilases, lipases e β-lactamases). Unha tríada formada por ácido-base-nucleófilo é un motivo común para xerar un residuo nucleófilo para a catálise covalente. Os residuos de aminoácidos forman unha rede de relevo de carga para polarizar e activar o nucleófilo, o cal ataca o substrato, formando un intermediario covalente que é despois hidrolizado para liberar o produto e rexenerar o encima libre. O nucleófilo adoita ser unha serina ou cisteína, pero ocasionalmente é unha treonina ou mesmo unha selenocisteína. A estrutura tridimensional do encima fai que os residuos da tríade estean xuntos e cunha orientación precisa, incluso se ditos residuos están moi afastados na estrutura primaria do encima.^[3]

Ademais de teren unha evolución diverxente na función (e incluso no nucleófilo da tríade), as tríades catalíticas son algúns dos mellores exemplos de evolución converxente. As restricións químicas sobre a catálise conduciron á mesma solución catalítica que evolucionou independentemente en polo menos 23 superfamilias de proteínas.^[2] O seu mecanismo de acción é, en consecuencia, un dos mellores estudados en bioquímica.^[4][5]

Historia

Os encimas tripsina e quimotripsina foron purificados na década de 1930 por primeira vez.^[6] Na década de 1950 identificouse que unha serina na tripsina e quimotripsina era o nucleófilo catalítico (por modificación de diisopropil fluorofosfato).^[7] Resolveuse a estrutura da quimotripsina por cristalografía de raios X na década de 1960, que mostrou a orientación da tríade catalítica no sitio activo.^[8] Secuenciáronse outras proteases e alineáronse descubrindo unha nova familia de proteases relacionadas,^[9][10][11] agora chamada familia S1. Simultaneamente, descubriuse que as estruturas das proteases non relacionadas evolutivamente papaína e subtilisina conteñen tríades análogas. O mecanismo de 'relevo de carga' (charge-relay) para a activación do nucleófilo polos outros membros da tríade propúxose a finais da década de 1960.^[12] A medida que se foron resolvendo máis estruturas de protease por cristalografía de raios X nas décadas de 1970 e 80, foron atopándose tríades homólogas (como a da protease TEV) e análogas (como a da papaína).^[13][14][15] O sistema de clasificación MEROPS nas décadas de 1990 e 2000 empezou a clasificar as proteínas en superfamilias de encimas estruturalmente relacionados e funciona como unha base de datos da evolución converxente das tríades nunhas 20 superfamilias.^[16][17] Comprender como as restricións químicas na evolución levaron a que se producise esta converxencia de tantas familias de encimas nas mesmas xeometrías de tríades foi un traballo que se desenvolveu ao longo da década de 2010.^[2]

Desde o seu descubrimento inicial, houbo un número crecente de investigacións detalladas sobre cal era o mecanismo catalítico exacto. Un asunto especialmente discutido durante os anos 90 e 2000 foi se os enlaces de hidróxeno de barreira baixa contribuían á catálise,^[18][19][20] ou se o enlace de hidróxeno ordinario era suficiente para explicar o mecanismo.^[21][22] A gran cantidade de traballos realizados sobre o relevo de carga, fixo que a catálise covalente utilizada polas tríades catalíticas sexa o mecanismo mellor coñecido en toda a bioquímica.^[4][5][21]

Función

Os encimas que conteñen unha tríade catalítica úsana para un destes dous tipos de reaccións: para a rotura hidrolítica dun substrato (hidrolases) ou para transferir unha porción dun substrato sobre un segundo substrato (transferases). As tríades son un conxunto interdependente de residuos do sitio activo dun encima e actúan concertadamente con outros residuos (por exemplo, os do sitio de unión e do burato de oxianión) para conseguir unha catálise necleofílica. Estas tríades actúan xuntas para facer que o membro nucleófilo sexa altamente reactivo, xerando un intermediario covalente co substrato que é despois procesado ata a súa completa catálise.^{[Cómpre referencia]}

Mecanismo

As tríades catalíticas realizan unha catálise covalente usando un residuo de aminoácido como nucleófilo. A reactividade do residuo nucleófilo increméntase polos grupos funcionais doutros membros da tríade. O nucleófilo é polarizado e orientado pola base, a cal á súa vez é estabilizada polo ácido.^{[Cómpre referencia]}

A catálise realízase en dúas etapas. Primeiro, o nucleófilo activado ataca o carbono do carbonilo e forza o oxíxeno do carbonilo a aceptar un par electrónico, orixinando un intermediario tetraédrico. A acumulación de carga negativa neste intermediario é tipicamente estabilizada por un burato de oxianión do sitio activo. O intermediario despois colápsase de novo a carbonilo, exectando a primeira metade do substrato, pero deixando a segunda metade aínda unida covalentemente ao encima como un intermediario acil-encima. Aínda que a catálise xeral ácida para a rotura do primeiro e segundo intermediarios tetraédricos pode ocorrer pola vía mostrada no diagrama, as probas que apoian este mecanismo para a quimotripsina^[23] son controvertidas.^[24]

A segunda etapa da catálise é a resolución do intermediario acil-encima polo ataque dun segundo substrato. Se este substrato é a auga, entón o resultado é unha hidrólise; pero se é unha molécula orgánica, entón o resultado é a transferencia desa molécula ao primeiro substrato. O ataque por este segundo substrato forma un novo intermediario tetraédrico, que se resolve ao exectar o nucleófilo do encima, liberando o segundo produto e rexenerando o encima libre.^[25]

Mecanismo de reacción xeral de catálise por unha tríade catalítica (en negro): substitución nuclofílica nun substrato carbonilo (en vermello) por un segundo substrato (en azul). Primeiro, o nucleófilo do encima (X) ataca o carbonilo para formar un intermediario acil-encima ligado. Este intermediario é despois atacado polo segundo nucleófilo do substrato (X'). Se o segundo nucleófilo é o hidroxilo da auga, o resultado é a hidrólise, se non é así, o resultado é a transferencia de grupo de X'.

Identidade dos membros da tríade

Un sistema de relevo de carga de tríade catalítica como o que se adoita encontrar nas proteases. O residuo ácido (normalmente glutamato ou aspartato) alinea e polariza a base (xeralmente histidina), que activa o nucleófilo (que adoita ser serina ou cisteína, máis raramente treonina). A tríade reduce o pK_a do residuo nucleófilo, o cal despois ataca o substrato. Un burato de oxianión xeralmente de amidas cargadas positivamente do esqueleto da molécula (ás veces de cadeas laterais) estabiliza a carga acumulada no estado de transición do substrato.

Nucleófilo

A cadea lateral do residuo nucleófilo realiza unha catálise covalente sobre o substrato. O par solitario de electróns presente no oxíxeno ou xofre ataca o carbono do carbonilo electropositivo.^[3] Os 20 aminoácidos que aparecen nas proteínas non conteñen ningún grupo funcional suficientemente nucleofílico para realizar moitas reaccións catalíticas difíciles. Que o nucleófilo estea incluído nunha tríade incrementa a súa reactividade para facilitar unha catálise eficaz. Os nucleófilos utilizados máis correntemente son o hidroxilo (OH) da serina e o tiol/ión tiolato (SH/S⁻) da cisteína.^[2] Alternativamente, as treonina proteases usan o hidroxilo secundario da treonina, aínda que debido aos impedimentos estéricos do seu grupo metilo extra da cadea lateral tales proteases usan a súa amida N-terminal como base, en vez douto aminoácido.^[1][26]

O uso de oxíxeno ou xofre como átomo nucleófilo causa pequenas diferenzas na catálise. Comparado co oxíxeno, o orbital d extra do xofre faino uns 0,4 Å máis grande^[27] e menos forte, o que lle permite formar enlaces máis longos (d_C-X é 1,3 veces maior que d_X-H), e dálle un menor pK_a (5 unidades máis).^[28] A serina é, por tanto, máis dependente que a cisteína da orientación óptima dos membros da triade ácido-base para reducir o seu pK_a^[28] para conseguir unha desprotonación concertada coa catálise.^[2] O baixo pK_a da cisteína supón unha desvantaxe na resolución do primeiro intermediario tetraédrico, xa que a reversión improdutiva do ataque nucleófilo orixinal é o produto da rotura máis favorable.^[2] A base da tríade está, por tanto, orientada preferentemente a protonar o grupo saínte amida para asegurar que é exectado para deixar o xofre do encima enlazado covalentemente ao N-terminal do substrato. Finalmente, a resolución do acil-encima (para liberar o C-terminal do substrato)) precisa serina para ser reprotonado, mentres que a cisteína pode saír como S⁻. estericamente o xofre da cisteína tamén forma enlaces máis longos e ten un radio de van der Waals maior^[2] e se muta a unha serina pode quedar atrapado en orientacións improdutivas no sitio activo.^[27]

Moi raramente utilízase como nucleófilo un átomo de selenio do aminoácido pouco común selenocisteína.^[29] O estado desprotonado do Se⁻ está fortemente favorecido cando forma parte da tríade catalítica.^[29]

Base

Como ningún aminoácido natural é fortemente nucleofílico, a base dunha tríade catalítica polariza e desprotona o nucleoófilo para incrementar a súa reactividade.^[3] Ademais, protona o primeiro produto para axudar á expulsión do grupo saínte.^{[Cómpre referencia]}

A base adoita ser a histidina, xa que o seu pK_a permite unha efectiva catálise básica, a formación de enlaces de hidróxeno co residuo ácido e a desprotonación do residuo nucleóflo.^[1] As β-lactamases como a TEM-1 usan como base un residuo de lisina. Como o pK_a da lisina é moi alto (pK_a=11), un glutamato e outros varios residuos actúan como ácido para estabilizar o seu estado desprotonado durante o ciclo catalítico.^[30][31] As treonina proteases usan a súa amida N-terminal como base, porque o ateigamento estérico do metilo da súa treonina catalítica impide que outros residuos estean o suficientemente próximos.^[32][33]

Ácido

O membro ácido da tríade forma un enlace de hidróxeno co residuo básico. Isto alinea o residuo básico ao restrinxir a rotación da súa cadea lateral e polarízao ao establizar a súa carga positiva.^[3] Hai dous aminoácidos que teñen cadeas laterais ácidas a pH fisiolóxico (aspartato e glutamato) e por iso son os máis utilizados como membros ácidos da tríade.^[3] A protease de citomegalovirus ^[b] usa un par de histidinas, unha como base, como é habitual, e outra como ácido.^[1] A segunda histidina non é un ácido tan eficaz coma os máis comúns aspartado ou glutamato, o que orixina unha menor eficacia catalítica. Nalgúns encimas o membro ácido da tríade é menos necesario e algúns actúan só como unha díade. Por exemplo, a papaína^[c] usa asparaxina como terceiro membro da tríade que orienta a base histidina, pero non actúa como ácido. De xeito similar, a protease do virus da hepatite A ^[d] contén unha molécula de auga ordenada na posición onde debería haber un residuo ácido.^{[Cómpre referencia]}

Exemplos de tríades

Residuos de aminoácidos usados en diferentes combinacións en distintos encimas para constituír unha tríade catalítica para a hidrólise. Á esquerda están os membros da tríade nucleófilo, base e ácido. Á dereita están os diferentes substratos co enlace roto indicado por medio dun par de tesoiras. Nas beta-lactamas poden clivarse dous enlaces diferentes (1 na penicilina acilase e 2 na beta-lactamase).

Ser-His-Asp

O motivo serina-histidina-aspartato é un dos motivos catalíticos mellor caracterizados en bioquímica.^[3] Esta tríade é exemplificada pola quimotripsina,^[e] un modelo de serina protease da superfamilia PA que usa a súa tríade para hidrolizar esqueletos peptídicos. O aspartato está unido por un enlace de hidróxeno por unha histidina, incrementando o pK_a do seu nitróxeno do imidazol desde 7 ata arredor de 12. Isto permite que a histidina actúe como unha poderosa base xeral e active o nucleófilo serina. Tamén ten un burato de oxianión que consta de varias amidas do esqueleto peptídico que estabilizan a acumulación de carga nos intermediarios. A base histidina axuda ao primeiro grupo saínte ao doar un protón, e tamén activa o substrato hidrolítico auga ao retirar un protón cando o restante OH⁻ ataca o intermediario acil-encima.^{[Cómpre referencia]}

A mesma tríade tamén evolucionou converxentemente nas α/β hidrolases como as lipases e esterases, pero a orientación dos membros da tríade está invertida.^[34][35] Ademais, a acetil hidrolase cerebral (que ten o mesmo pregamento que unha pequena proteína G) ten tamén esta tríade. A tríade equivalente Ser-His-Glu aparece na acetilcolinesterase.^{[Cómpre referencia]}

Cys-His-Asp

A segunda tríade mellor estudada é o motivo cisteína-histidina-aspartato.^[2] Varias familias de cisteína proteases usan este conxunto como tríade, por exemplo a protease TEV ^[a] e a papaína.^[c] A tríade actúa de modo similar ás tríades de serina protease, con poucas diferenzas salientables. Debido ao baixo pK_a da cisteína, a importancia do Asp para a catálise varía e varias cisteína proteases son en realidade díades Cys-His (por exemplo, a protease do virus da hepatite A), mentres que noutras a cisteína está xa desprotonada antes de que empece a catálise (por exemplo na papaína).^[36] Algunhas amidases utilizan tamén esta tríade, como a N-glicanase para hidrolizar enlaces C-N non peptídicos.^[37]

Ser-His-His

A tríade da protease do citomegalovirus ^[b] utiliza a histidina como membro ácido e básico da tríade. Retirar a histidina ácida ten como resultado un perda de actividade, que se divide por 10, (comparado cun aumento de >10000 cando se retira o aspartato da quimotripsina). Esta tríade foi interpretada como unha vía posible de xerar un encima menos activo que sirva para controlar a velocidade de clivaxe.^[26]

Ser-Glu-Asp

Unha tríade pouco común é a que se encontra nas seldolisina proteases.^[f] O baixo pK_a do grupo carboxilato do glutamato significa que só actúa como unha base na tríade a pH moi baixo. Hipotetízase que a tríade é unha adaptación a ambientes específicos como as fontes termais ácidas (por exemplo, a kumamolisina) ou o lisosoma da célula (por exemplo, a tripeptidil peptidase).^[26]

Cys-His-Ser

A protease endotelial vasohibina^[g] usa unha cisteína como nucleófilo, pero unha serina para coordinar a base histidina.^[38][39] A pesar de que a serina ten pouco carácter de ácida, é de todos modos efectiva para orientar a histidina da tríade cataltica.^[38] Algúns homólogos teñen alternativamente unha treonina en vez de serina na posición do ácido.^[38]

Thr-Nter, Ser-Nter e Cys-Nter

As treonina proteases, como a subunidade protease do proteosoma^[h] e ornitina aciltransferases^[i] usan o hidroxilo secundario da treonina de maneira análoga ao uso do hidroxilo primario da serina.^[32][33] Porén, debido á interferencia estérica do grupo metilo extra da treonina, o membro que fai de base na tríade é a amida N-terminal, que polariza unha molécula ordenada de auga, a cal, á súa vez, desprotona o hidroxilo catalítico para incrementar a súa reactividade.^[1][26] De maneira similar, existen configuracións equivalentes de 'só serina' e 'só cisteína', como as da penicilina acilase G^[j] e a penicilina acilase V^[k] que están evolutivamente relacionadas coas proteases do proteosoma. Unha vez máis, estas usan as súas amidas N-terminais como base.^[26]

Ser-cisSer-Lys

Esta tríade pouco común aparece só nunha superfamilia de amidases. Neste caso, a lisina actúa polarizando a serina do medio.^[40] A serina situada no medio forma despois dous fortes enlaces de hidróxeno coa serina nucleofílica para activala (unha coa cadea lateral hidroxilo e a outra coa amida do esqueleto peptídico). Os enlaces de hidróxeno da serina central están nunha orientación pouco común cis para facilitar contactos precisos cos outros dous residuos da tríade. A tríade é tamén peculiar porque a lisina e a cis-serina actúan ambas como base que activa a serina catalítica, pero a mesma lisina tamén realiza o papel de membro ácido da tríada así como establece contactos estruturais clave.^[40][41]

Sec-His-Glu

O aminoácido pouco común, pero natural selenocisteína (Sec), pode tamén faacer de nucleófilo nalgunhas tríades catalíticas.^[29] A selenocisteína é similar á cisteína, pero contén un átomo de selenio en lugar dun xofre. Un exemplo é o sitio activo da tiorredoxina redutase, a cal usa o selenio para a redución do disulfuro na tiorredoxina.^[29]

Tríades preparadas por enxeñaría

Ademais dos tipos de tríades catalíticas que aparecen na natureza, a enxeñaría de proteínas foi utilizada para crear variantes de encimas con aminoácidos non nativos ou mesmo aminoácidos completamente sintéticos.^[42] As tríades catalíticas foron tamén inseridas en proteínas que non eran orixinalmente catalíticas^[43] ou en imitacións de proteínas.^[44]

A subtilisina (unha serina protease) foi modificada substituíndo o seu nucleófilo oxíxeno con xofre,^[45][46] ou selenio,^[47] ou telurio.^[48] A cisteína e a selenocisteína foron inseridas por mutaxénese, mentres que o aminoácido non natural telurocisteína foi inserido usando células auxotróficas alimentadas con telurocisteína sintética. Estes elementos químicos están todos na 16ª columna da táboa periódica (a dos calcóxenos), así que teñen propiedades similares.^[49][50] En cada caso, cambiar o nucleófilo reducía a actividade de protease do encima, pero incrementaba outra actividade diferente. Un nucleófilo xofre melloraba a actividade de transferase dos encimas (ás veces chamada subtiligase). Os nucleófilos selenio e telurio convertían o encima nunha oxidorredutase.^[47][48] Cando o nucleófilo da protease TEV era cambiado de cisteína a serina, a súa actividade de protease quedaba fortemente reducida, pero podía restaurarse por evolución dirixida.^[51]

Utilizando proteínas non catalíticas como armazóns, inseríronse tríades catalíticas nelas, que foron despois melloradas por evolución dirixida. Inseriuse a tríade Ser-His-Asp nun anticorpo,^[43] e tamén noutras diversas proteínas.^[52] Igualmente, creáronse imitacións da tríade catalítica en pequenas moléculas orgánicas como o diaril diseleniuro,^[53][54] e dispostos en polímeros máis grandes como as resinas Merrifield,^[44] e nanoestruturas péptidos curtos autoensamblados.^[55]

Evolución diverxente

A sofisticación da rede de residuos que forma este sitio activo fixo que os residuos implicados na catálise (e os residuos en contacto con eles) estean moi conservados evolutivamente.^[56] Porén, tamén hai exemplos de evolución diverxente nas tríades catalíticas, tanto na reacción catalizada coma nos residuos usados na catálise. A tríade segue sendo o núcleo do centro activo, mais adaptouse evolutivamente para realizar diferentes funcións.^[57][58] Algunhas proteínas, chamadas pseudoencimas, non teñen funcións catalíticas (por exemplo, realizan regulación por unión inhibitoria) e acumularon mutacións que inactivaron as súas tríades catalíticas.^[59]

Cambios na reacción

As tríades catalíticas realizan unha catálise covalente por medio dun intermediario acil-encima. Se este intermediario é resolto pola auga, o resultado é a hidrólise do substrato. Pero se o intermediario é resolto polo ataque dun segundo substrato, entón o encima actúa como transferase. Por exemplo, o ataque por un grupo acilo ten como resultado unha reacción de aciltransferase. A partir de hidrolases evolucionaron varias familias de encimas transferases por adaptación para excluír a auga en favor do ataque por un segundo substrato.^[60] En diferentes membros da superfamilia das α/β-hidrolases, a tríade Ser-His-Asp é axustada polos residuos que a rodean para realizar polo menos 17 reaccións distintas segundo o caso.^[35][61] Algunhas destas reaccións tamén se conseguen con mecanismos que alteraron a formación ou resolución do intermediario acil-encima, ou que non se realizan por medio dun intermediario acil-encima.^[35]

Adicionalmente, un mecanismo de transferase alternativo evolucionou nas amidofosforribosiltransferases, as cales teñen dous sitios activos.^[l] No primeiro sitio activo, unha tríade de cisteína hidroliza un substrato glutamina para liberar amoníaco libre. O amoníaco entón difunde a través dun túnel interno do encima ata chegar ao segundo sitio activo, onde é transferido a un segundo substrato.^[62][63]

Cambios no nucleófilo

Evolución diverxente das proteases do clan PA para usar diferentes nucleófilos nas súas tríades catalíticas. Móstranse a tríade de serina da quimotripsina^[e] e a tríade de cisteína da protease TEV.^[a] (PDB 1LVM)

A evolución diverxente de residuos de sitios activos é lenta, debido a fortes restricións químicas. Non obstante, algunhas superfamilias de proteases evolucionaron pasando dun nucleófilo a outro. Isto pode inferirse cando unha superfamilia (co mesmo pregamento) contén familias que usan diferentes nucleófilos.^[51] Tales cambios de nucleófilos ocorreron varias veces durante a historia evolutiva; porén o mecanismo polo cal isto acontece aínda non está claro.^[17][51]

Dentro das superfamilias de proteases que conteñen unha mestura de nucleófilos (por exemplom o clan PA), as familias desígnanse polo seu nucleófilo catalítico (C=cisteína proteases, S=serina proteases).

Superfamilias que conteñen unha mestura de familias que usan diferentes nucleófilos ^[64]

Superfamilia	Familias	Exemplos
Clan PA	C3, C4, C24, C30, C37, C62, C74, C99	protease TEV (Virus do gravado do tabaco ou Tobacco etch virus)
	S1, S3, S6, S7, S29, S30, S31, S32, S39, S46, S55, S64, S65, S75	quimotripsina (mamíferos, por exemplo, Bos taurus)
Clan PB	C44, C45, C59, C69, C89, C95	Precursor da amidofosforribosiltransferase (Homo sapiens)
	S45, S63	Precursor da penicilina G acilase (Escherichia coli)
	T1, T2, T3, T6	Proteosoma de arqueas, compoñente beta (Thermoplasma acidophilum)
Clan PC	C26, C56	Gamma-glutamil hidrolase (Rattus norvegicus)
	S51	Dipeptidase E (Escherichia coli)
Clan PD	C46	proteína Hedgehog (Drosophila melanogaster)
	N9, N10, N11	Subunidade catalítica A da ATPase de protóns de tipo V que contén inteínas (Saccharomyces cerevisiae)
Clan PE	P1	DmpA aminopeptidase (Ochrobactrum anthropi)
	T5	Precursor da Ornitina acetiltransferase (Saccharomyces cerevisiae)

Pseudoencimas

Outra subclase de variantes da tríade catalítica son os pseudoencimas, que teñen mutacións na tríada que os fan inactivos cataliticamente, pero poden funcionar como proteínas que se unen a outras ou son estruturais.^[65][66] Por exemplo, a proteína que se liga á heparina azurocidina é membro do clan PA, pero cunha glicina en lugar do nucleófilo e unha serina en lugar da histidina.^[67] De xeito similar, a RHBDF1 é un homólogo das proteases romboides da familia S54 cunha alanina no sitio do nucleófilo serina.^[68][69] Nalgúns casos, os pseudoencimas poden ter unha tríade catalítica aínda intacta pero sufriron mutacións no resto da proteína que suprimiron a súa actividade catalítica. O clan CA contén membros inactivos cataliticamente con tríades mutadas (a calpamodulina ten lisina en lugar do seu nucleófilo cisteína) e con tríades intactas pero mutacións inactivantes noutras partes (a testina de rata conserva a tríade Cys-His-Asn).^[70]

Superfamilias que conteñen pseudoencimas con tríades inactivas ^[65]

Superfamilia	Familias que conteñen pseudoencimas	Exemplos
Clan CA	C1, C2, C19	Calpamodulina
Clan CD	C14	CFLAR
Clan SC	S9, S33	Neurolixina
Clan SK	S14	ClpR
Clan SR	S60	Dominio 2 da serotransferrina
Clan ST	S54	RHBDF1
Clan PA	S1	Azurocidina 1
Clan PB	T1	PSMB3

Evolución converxente

Converxencia evolutiva das serina e cisteína proteases cara á mesma organización das tríades catalíticas de ácido-base-nucleófilo en diferentes superfamilias proteicas. Móstranse as tríades da subtilisina,^[m] prolil oligopeptidase,^[n] protease TEV,^[a] e papaína.^[c] (PDB 1ST2)

Converxencia evolutiva das treonina proteases cara a unha mesma organización do sitio activo N-terminal. Móstranse a treonina catalítica do proteosoma^[h] e a ornitina acetiltransferase.^[i] (PDB 1VRA)

A encimoloxía das proteases proporciona algúns dos máis claros exemplos de evolución converxente. O mesmo arranxo xeométrico dos residuos da tríade aparece nunhas 20 superfamilias de encimas distintas. Cada unha destas superfamilias é o resultado da evolución converxente que deu lugar ao mesmo arranxo da tríade dentro dun pregamento estrutural diferente. Isto débese a que os modos produtivos para colocar os tres residuos da tríade, o esqueleto peptídico do encima e o substrato son limitados. Estes exemplos reflicten as restricións químicas e físicas que teñen os encimas, que os levan a evolucionar converxendo de forma repetida e independentemente en solucións equivalentes.^[1][2]

Cisteína e serina hidrolases

Tamén se observa unha converxencia na xeometría da tríade en serina proteases como nas superfamilias da quimotripsina^[e] e subtilisina. Unha evolución converxente similar ocorreu coas cisteína proteases como nas superfamilias da protease C3 viral e da papaína^[c]. Estas tríades converxeron case a un mesmo arranxo da tríade debido ás semellanzas no mecanismo da proteólise con cisteína e serina.^[2]

Familias de cisteína proteases

Superfamilia	Familias	Exemplos
CA	C1, C2, C6, C10, C12, C16, C19, C28, C31, C32, C33, C39, C47, C51, C54, C58, C64, C65, C66, C67, C70, C71, C76, C78, C83, C85, C86, C87, C93, C96, C98, C101	Papaína (Carica papaya) e calpaína (Homo sapiens)
CD	C11, C13, C14, C25, C50, C80, C84	Caspase-1 (Rattus norvegicus) e separase (Saccharomyces cerevisiae)
CE	C5, C48, C55, C57, C63, C79	Adenaína (adenovirus humano tipo 2)
CF	C15	Piroglutamil-peptidase I (Bacillus amyloliquefaciens)
CL	C60, C82	Sortase A (Staphylococcus aureus)
CM	C18	Peptidase 2 do virus da hepatite C (virus da hepatite C)
CN	C9	peptidase tipo nsP2 do virus Sindbis (virus sindbis)
CO	C40	Dipeptidil-peptidase VI (Lysinibacillus sphaericus Arquivado 17 de setembro de 2020 en Wayback Machine.)
CP	C97	DeSI-1 peptidase (Mus musculus)
PA	C3, C4, C24, C30, C37, C62, C74, C99	Protease TEV (virus do gravado do tabaco ou Tobacco etch virus)
PB	C44, C45, C59, C69, C89, C95	Precursor da amidofosforribosiltransferase (Homo sapiens)
PC	C26, C56	Gamma-glutamil hidrolase (Rattus norvegicus)
PD	C46	proteína Hedgehog (Drosophila melanogaster)
PE	P1	DmpA aminopeptidase (Ochrobactrum anthropi)
non asignadas	C7, C8, C21, C23, C27, C36, C42, C53, C75

Familias de serina proteases

Superfamilia	Familias	Exemplos
SB	S8, S53	Subtilisina (Bacillus licheniformis)
SC	S9, S10, S15, S28, S33, S37	Prolil oligopeptidase (Sus scrofa)
SE	S11, S12, S13	D-Ala-D-Ala peptidase C (Escherichia coli)
SF	S24, S26	Peptidase do sinal I (Escherichia coli)
SH	S21, S73, S77, S78, S80	Asemblina de citomegalovirus (herpesvirus 5 humano)
SJ	S16, S50, S69	Lon-A peptidase (Escherichia coli)
SK	S14, S41, S49	Protease Clp (Escherichia coli)
SO	S74	Proteína que autocliva o apéndice do colo CIMCD do fago GA-1 (Fago GA-1 de Bacillus)
SP	S59	Nucleoporina 145 (Homo sapiens)
SR	S60	Lactoferrina (Homo sapiens)
SS	S66	Mureína tetrapeptidase LD-carboxipeptidase (Pseudomonas aeruginosa)
ST	S54	Romboide-1 (Drosophila melanogaster)
PA	S1, S3, S6, S7, S29, S30, S31, S32, S39, S46, S55, S64, S65, S75	Quimotripsina A (Bos taurus)
PB	S45, S63	Precursor da Penicilina G acilase (Escherichia coli)
PC	S51	Dipeptidase E (Escherichia coli)
PE	P1	DmpA aminopeptidase (Ochrobactrum anthropi)
non asignadas	S48, S62, S68, S71, S72, S79, S81

Treonina proteases

As treonina proteases usan o aminoácido treonina como nucleófilo catalitico. A diferenza da cisteina e serina, a treonina é un hidroxilo secundario (é dicir, ten tamén un grupo metilo). Este grupo metilo restrinxe grandemente as posibles orientacións da tríade e o substrato, xa que o metilo choca co esqueleto peptídico do encima ou coa base histidina.^[2] Cando o nucleófilo dunha serina protease muta a treonina, o metilo ocupa diversas posicións, a maioría das cales impiden a unión do substrato.^[71] En consecuencia, o residuo catalítico dunha treonina protease está localizado no seu N-terminal.^[2]

Sábese que dúas superfamilias de encimas evolutivamente independentes con diferentes pregamentos da proteína usan o residuo N-terminal como nucleófilo, que son: superfamilia PB (proteosomas que usan o pregamento Ntn)^[32] e superfamilia PE (acetiltransferases que usan o pregamento DOM)^[33] Esta semellanza na estrutura do sitio activo en pregamentos proteicos completamente diferentes indica que o sitio activo evolucionou converxentemente en ditas superfamilias.^[2][26]

Familias de treonina proteases

Superfamilia	Familias	Exemplos
Clan PB	T1, T2, T3, T6	Compoñente beta do proteosoma de arqueas (Thermoplasma acidophilum)
Clan PE	T5	Ornitina acetiltransferase (Saccharomyces cerevisiae)

Notas

1. Protease TEV MEROPS: clan PA, familia C4
2. Protease de citomegalovirus MEROPS: clan SH, familia S21
3. Papaína MEROPS: clan CA, familia C1
4. Protease do virus da hepatite A MEROPS: clan PA, familia C3
5. Quimotripsina MEROPS: clan PA, familia S1
6. Seldolisina protease MEROPS: clan SB, familia 53
7. Protease vasohibina MEROPS: clan CA
8. Proteosoma MEROPS: clan PB, familia T1
9. Ornitina aciltransferases MEROPS: clan PE, familia T5
10. Penicilina acilase G MEROPS: clan PB, familia S45
11. Penicilina acilase V,MEROPS: clan PB, familia C59
12. Amidofosforribosiltransferase MEROPS: clan PB, familia C44
13. Subtilisina MEROPS: clan SB, familia S8
14. Prolil oligopeptidase MEROPS: clan SC, familia S9

1. Dodson G, Wlodawer A (1998). "Catalytic triads and their relatives". Trends Biochem. Sci. 23 (9): 347–52. PMID 9787641. doi:10.1016/S0968-0004(98)01254-7. 
2. Buller AR, Townsend CA (2013). "Intrinsic evolutionary constraints on protease structure, enzyme acylation, and the identity of the catalytic triad". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110 (8): E653–61. Bibcode:2013PNAS..110E.653B. PMC 3581919. PMID 23382230. doi:10.1073/pnas.1221050110. 
3. Stryer L, Berg JM, Tymoczko JL (2002). "9 Catalytic Strategies". Biochemistry (5th ed.). San Francisco: W.H. Freeman. ISBN 9780716749554. 
4. Perutz, Max (1992). Protein structure. New approaches to disease and therapy. New York: W.H. Freeman and Co. ISBN 9780716770213. 
5. Neurath H (1994). "Proteolytic enzymes past and present: the second golden era. Recollections, special section in honor of Max Perutz". Protein Sci. 3 (10): 1734–9. PMC 2142620. PMID 7849591. doi:10.1002/pro.5560031013. 
6. Ohman KP, Hoffman A, Keiser HR (1990). "Endothelin-induced vasoconstriction and release of atrial natriuretic peptides in the rat". Acta Physiol. Scand. 138 (4): 549–56. PMID 2141214. doi:10.1111/j.1748-1716.1990.tb08883.x. 
7. Dixon GH, Kauffman DL, Neurath H (1958). "Amino Acid Sequence in the Region of Diisopropyl Phosphoryl Binding in Dip-Trypsin". J. Am. Chem. Soc. 80 (5): 1260–1. doi:10.1021/ja01538a059. 
8. Matthews BW, Sigler PB, Henderson R, et al. (1967). "Three-dimensional structure of tosyl-α-chymotrypsin". Nature 214 (5089): 652–656. Bibcode:1967Natur.214..652M. PMID 6049071. doi:10.1038/214652a0. 
9. Walsh KA, Neurath H (1964). "Trypsinogen and Chymotrypsinogen as Homologous Proteins". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 52 (4): 884–9. Bibcode:1964PNAS...52..884W. PMC 300366. PMID 1422439. doi:10.1073/pnas.52.4.884. 
10. de Haën C, Neurath H, Teller DC (1975). "The phylogeny of trypsin-related serine proteases and their zymogens. New methods for the investigation of distant evolutionary relationships". J. Mol. Biol. 92 (2): 225–59. PMID 1142424. doi:10.1016/0022-2836(75)90225-9. 
11. Lesk AM, Fordham WD (1996). "Conservation and variability in the structures of serine proteinases of the chymotrypsin family". J. Mol. Biol. 258 (3): 501–37. PMID 8642605. doi:10.1006/jmbi.1996.0264. 
12. Blow DM, Birktoft JJ, Hartley BS (1969). "Role of a buried acid group in the mechanism of action of chymotrypsin". Nature 221 (5178): 337–40. Bibcode:1969Natur.221..337B. PMID 5764436. doi:10.1038/221337a0. 
13. Gorbalenya AE, Blinov VM, Donchenko AP (1986). "Poliovirus-encoded proteinase 3C: a possible evolutionary link between cellular serine and cysteine proteinase families". FEBS Lett. 194 (2): 253–7. PMID 3000829. doi:10.1016/0014-5793(86)80095-3. 
14. Bazan JF, Fletterick RJ (1988). "Viral cysteine proteases are homologous to the trypsin-like family of serine proteases: structural and functional implications". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 85 (21): 7872–6. Bibcode:1988PNAS...85.7872B. PMC 282299. PMID 3186696. doi:10.1073/pnas.85.21.7872. 
15. Phan J, Zdanov A, Evdokimov AG, et al. (2002). "Structural basis for the substrate specificity of tobacco etch virus protease". J. Biol. Chem. 277 (52): 50564–72. PMID 12377789. doi:10.1074/jbc.M207224200. 
16. Rawlings ND, Barrett AJ (1993). "Evolutionary families of peptidases". Biochem. J. 290 (1): 205–18. PMC 1132403. PMID 8439290. doi:10.1042/bj2900205. 
17. Rawlings ND, Barrett AJ, Bateman A (2010). "MEROPS: the peptidase database". Nucleic Acids Res. 38 (supl_1): D227–33. PMC 2808883. PMID 19892822. doi:10.1093/nar/gkp971. 
18. Frey PA, Whitt SA, Tobin JB (1994). "A low-barrier hydrogen bond in the catalytic triad of serine proteases". Science 264 (5167): 1927–30. Bibcode:1994Sci...264.1927F. PMID 7661899. doi:10.1126/science.7661899. 
19. Ash EL, Sudmeier JL, De Fabo EC, et al. (1997). "A low-barrier hydrogen bond in the catalytic triad of serine proteases? Theory versus experiment". Science 278 (5340): 1128–32. Bibcode:1997Sci...278.1128A. PMID 9353195. doi:10.1126/science.278.5340.1128. 
20. Agback P, Agback T (2018). "Direct evidence of a low barrier hydrogen bond in the catalytic triad of a Serine protease". Sci. Rep. 8 (1): 10078. Bibcode:2018NatSR...810078A. PMC 6031666. PMID 29973622. doi:10.1038/s41598-018-28441-7. 
21. Schutz CN, Warshel A (2004). "The low barrier hydrogen bond (LBHB) proposal revisited: the case of the Asp... His pair in serine proteases". Proteins 55 (3): 711–23. PMID 15103633. doi:10.1002/prot.20096. 
22. Warshel A, Papazyan A (1996). "Energy considerations show that low-barrier hydrogen bonds do not offer a catalytic advantage over ordinary hydrogen bonds". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93 (24): 13665–70. Bibcode:1996PNAS...9313665W. PMC 19385. PMID 8942991. doi:10.1073/pnas.93.24.13665. 
23. Fersht, A.R.; Requena, Y (1971). "Mechanism of the Chymotrypsin-Catalyzed Hydrolysis of Amides. pH Dependence of kc and Km.' Kinetic Detection of an Intermediate". J. Am. Chem. Soc. 93 (25): 7079–87. PMID 5133099. doi:10.1021/ja00754a066. 
24. Zeeberg, B; Caswell, M; Caplow, M (1973). "Concerning a reported change in rate-determining step in chymotrypsin catalysis". J. Am. Chem. Soc. 95 (8): 2734–5. PMID 4694533. doi:10.1021/ja00789a081. 
25. Shafee, Thomas (2014). Evolvability of a viral protease: experimental evolution of catalysis, robustness and specificity (Tese). University of Cambridge. doi:10.17863/CAM.16528. 
26. Ekici OD, Paetzel M, Dalbey RE (2008). "Unconventional serine proteases: variations on the catalytic Ser/His/Asp triad configuration". Protein Sci. 17 (12): 2023–37. PMC 2590910. PMID 18824507. doi:10.1110/ps.035436.108. 
27. McGrath ME, Wilke ME, Higaki JN, et al. (1989). "Crystal structures of two engineered thiol trypsins". Biochemistry 28 (24): 9264–70. PMID 2611228. doi:10.1021/bi00450a005. 
28. Polgár L, Asbóth B (1986). "The basic difference in catalyses by serine and cysteine proteinases resides in charge stabilization in the transition state". J. Theor. Biol. 121 (3): 323–6. Bibcode:1986JThBi.121..323P. PMID 3540454. doi:10.1016/s0022-5193(86)80111-4. 
29. Brandt W, Wessjohann LA (2005). "The functional role of selenocysteine (Sec) in the catalysis mechanism of large thioredoxin reductases: proposition of a swapping catalytic triad including a Sec-His-Glu state". ChemBioChem 6 (2): 386–94. PMID 15651042. doi:10.1002/cbic.200400276. 
30. Damblon C, Raquet X, Lian LY, et al. (1996). "The catalytic mechanism of beta-lactamases: NMR titration of an active-site lysine residue of the TEM-1 enzyme". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93 (5): 1747–52. Bibcode:1996PNAS...93.1747D. PMC 39852. PMID 8700829. doi:10.1073/pnas.93.5.1747. 
31. Jelsch C, Lenfant F, Masson JM, et al. (1992). "Beta-lactamase TEM1 of E. coli. Crystal structure determination at 2.5 A resolution". FEBS Lett. 299 (2): 135–42. PMID 1544485. doi:10.1016/0014-5793(92)80232-6. 
32. Brannigan JA, Dodson G, Duggleby HJ, et al. (1995). "A protein catalytic framework with an N-terminal nucleophile is capable of self-activation". Nature 378 (6555): 416–9. Bibcode:1995Natur.378..416B. PMID 7477383. doi:10.1038/378416a0. 
33. Cheng H, Grishin NV (2005). "DOM-fold: a structure with crossing loops found in DmpA, ornithine acetyltransferase, and molybdenum cofactor-binding domain". Protein Sci. 14 (7): 1902–10. PMC 2253344. PMID 15937278. doi:10.1110/ps.051364905. 
34. Sun Y, Yin S, Feng Y, et al. (2014). "Molecular basis of the general base catalysis of an α/β-hydrolase catalytic triad". J. Biol. Chem. 289 (22): 15867–79. PMC 4140940. PMID 24737327. doi:10.1074/jbc.m113.535641. 
35. Rauwerdink A, Kazlauskas RJ (2015). "How the Same Core Catalytic Machinery Catalyzes 17 Different Reactions: the Serine-Histidine-Aspartate Catalytic Triad of α/β-Hydrolase Fold Enzymes". ACS Catal. 5 (10): 6153–6176. PMC 5455348. PMID 28580193. doi:10.1021/acscatal.5b01539. 
36. Beveridge AJ (1996). "A theoretical study of the active sites of papain and S195C rat trypsin: implications for the low reactivity of mutant serine proteinases". Protein Sci. 5 (7): 1355–65. PMC 2143470. PMID 8819168. doi:10.1002/pro.5560050714. 
37. Allen MD, Buchberger A, Bycroft M (2006). "The PUB domain functions as a p97 binding module in human peptide N-glycanase". J. Biol. Chem. 281 (35): 25502–8. PMID 16807242. doi:10.1074/jbc.M601173200. 
38. Sanchez-Pulido L, Ponting CP (2016). "Vasohibins: new transglutaminase-like cysteine proteases possessing a non-canonical Cys-His-Ser catalytic triad". Bioinformatics 32 (10): 1441–5. PMC 4866520. PMID 26794318. doi:10.1093/bioinformatics/btv761. 
39. Sato Y, Sonoda H (2007). "The vasohibin family: a negative regulatory system of angiogenesis genetically programmed in endothelial cells". Arter. Thromb. Vasc. Biol. 27 (1): 37–41. PMID 17095714. doi:10.1161/01.atv.0000252062.48280.61. 
40. Shin S, Yun YS, Koo HM, et al. (2003). "Characterization of a novel Ser-cisSer-Lys catalytic triad in comparison with the classical Ser-His-Asp triad". J. Biol. Chem. 278 (27): 24937–43. PMID 12711609. doi:10.1074/jbc.M302156200. 
41. Cerqueira NM, Moorthy H, Fernandes PA, et al. (2017). "The mechanism of the Ser-(cis)Ser-Lys catalytic triad of peptide amidases". Phys. Chem. Chem. Phys. 19 (19): 12343–12354. Bibcode:2017PCCP...1912343C. PMID 28453015. doi:10.1039/C7CP00277G. Arquivado dende o orixinal o 24 de decembro de 2017. Consultado o 25 de agosto de 2021. 
42. Toscano MD, Woycechowsky KJ, Hilvert D (2007). "Minimalist active-site redesign: teaching old enzymes new tricks". Angew. Chem. 46 (18): 3212–36. PMID 17450624. doi:10.1002/anie.200604205. 
43. Okochi N, Kato-Murai M, Kadonosono T, et al. (2007). "Design of a serine protease-like catalytic triad on an antibody light chain displayed on the yeast cell surface". Appl. Microbiol. Biotechnol. 77 (3): 597–603. PMID 17899065. doi:10.1007/s00253-007-1197-0. 
44. Nothling MD, Ganesan A, Condic-Jurkic K, et al. (2017). "Simple Design of an Enzyme-Inspired Supported Catalyst Based on a Catalytic Triad". Chem 2 (5): 732–745. doi:10.1016/j.chempr.2017.04.004. 
45. Abrahmsén L, Tom J, Burnier J, et al. (1991). "Engineering subtilisin and its substrates for efficient ligation of peptide bonds in aqueous solution". Biochemistry 30 (17): 4151–9. PMID 2021606. doi:10.1021/bi00231a007. 
46. Jackson DY, Burnier J, Quan C, et al. (1994). "A designed peptide ligase for total synthesis of ribonuclease A with unnatural catalytic residues". Science 266 (5183): 243–7. Bibcode:1994Sci...266..243J. JSTOR 2884761. PMID 7939659. doi:10.1126/science.7939659. 
47. Syed R, Wu ZP, Hogle JM, et al. (1993). "Crystal structure of selenosubtilisin at 2.0-A resolution". Biochemistry 32 (24): 6157–64. PMID 8512925. doi:10.1021/bi00075a007. 
48. Mao S, Dong Z, Liu J, et al. (2005). "Semisynthetic tellurosubtilisin with glutathione peroxidase activity". J. Am. Chem. Soc. 127 (33): 11588–9. PMID 16104720. doi:10.1021/ja052451v. 
49. Devillanova, Francesco A; Du Mont, Woolf-Walther (2013). Handbook of Chalcogen Chemistry. Vol. 1: new perspectives in sulfur, selenium and tellurium (2nd ed.). Cambridge: RSC. ISBN 9781849736237. OCLC 868953797. 
50. Bouroushian, Mirtat (2010). "Electrochemistry of the Chalcogens". Electrochemistry of Metal Chalcogenides. Monographs in Electrochemistry. Berlin, Heidelberg: Springer. pp. 57–75. ISBN 9783642039669. doi:10.1007/978-3-642-03967-6_2. 
51. Shafee T, Gatti-Lafranconi P, Minter R, et al. (2015). "Handicap-Recover Evolution Leads to a Chemically Versatile, Nucleophile-Permissive Protease". ChemBioChem 16 (13): 1866–9. PMC 4576821. PMID 26097079. doi:10.1002/cbic.201500295. 
52. Rajagopalan S, Wang C, Yu K, et al. (2014). "Design of activated serine-containing catalytic triads with atomic-level accuracy". Nat. Chem. Biol. 10 (5): 386–91. PMC 4048123. PMID 24705591. doi:10.1038/nchembio.1498. 
53. Bhowmick D, Mugesh G (2015). "Introduction of a catalytic triad increases the glutathione peroxidase-like activity of diaryl diselenides". Org. Biomol. Chem. 13 (34): 9072–82. PMID 26220806. doi:10.1039/C5OB01294E. 
54. Bhowmick D, Mugesh G (2015). "Insights into the catalytic mechanism of synthetic glutathione peroxidase mimetics". Org. Biomol. Chem. 13 (41): 10262–72. PMID 26372527. doi:10.1039/c5ob01665g. 
55. Gulseren G, Khalily MA, Tekinay AB, et al. (2016). "Catalytic supramolecular self-assembled peptide nanostructures for ester hydrolysis". J. Mater. Chem. B 4 (26): 4605–4611. PMID 32263403. doi:10.1039/c6tb00795c. hdl:11693/36666. 
56. Halabi N, Rivoire O, Leibler S, et al. (2009). "Protein sectors: evolutionary units of three-dimensional structure". Cell 138 (4): 774–86. PMC 3210731. PMID 19703402. doi:10.1016/j.cell.2009.07.038. 
57. Murzin AG (1998). "How far divergent evolution goes in proteins". Current Opinion in Structural Biology 8 (3): 380–387. PMID 9666335. doi:10.1016/S0959-440X(98)80073-0. 
58. Gerlt JA, Babbitt PC (2001). "Divergent evolution of enzymatic function: mechanistically diverse superfamilies and functionally distinct suprafamilies". Annu. Rev. Biochem. 70 (1): 209–46. PMID 11395407. doi:10.1146/annurev.biochem.70.1.209. 
59. Murphy JM, Farhan H, Eyers PA (2017). "Bio-Zombie: the rise of pseudoenzymes in biology". Biochem. Soc. Trans. 45 (2): 537–544. PMID 28408493. doi:10.1042/bst20160400. 
60. Stehle F, Brandt W, Stubbs MT, et al. (2009). "Sinapoyltransferases in the light of molecular evolution". Phytochemistry. Evolution of Metabolic Diversity 70 (15–16): 1652–62. PMID 19695650. doi:10.1016/j.phytochem.2009.07.023. 
61. Dimitriou PS, Denesyuk A, Takahashi S, et al. (2017). "Alpha/beta-hydrolases: A unique structural motif coordinates catalytic acid residue in 40 protein fold families". Proteins 85 (10): 1845–1855. PMID 28643343. doi:10.1002/prot.25338. 
62. Smith JL (1998). "Glutamine PRPP amidotransferase: snapshots of an enzyme in action". Current Opinion in Structural Biology 8 (6): 686–94. PMID 9914248. doi:10.1016/s0959-440x(98)80087-0. 
63. Smith JL, Zaluzec EJ, Wery JP, et al. (1994). "Structure of the allosteric regulatory enzyme of purine biosynthesis". Science 264 (5164): 1427–33. Bibcode:1994Sci...264.1427S. PMID 8197456. doi:10.1126/science.8197456. 
64. "Clans of Mixed (C, S, T) Catalytic Type". www.ebi.ac.uk. MEROPS. Consultado o 20 Dec 2018. 
65. Fischer K, Reynolds SL (2015). "Pseudoproteases: mechanisms and function". Biochem. J. 468 (1): 17–24. PMID 25940733. doi:10.1042/BJ20141506. 
66. Todd AE, Orengo CA, Thornton JM (2002). "Sequence and structural differences between enzyme and nonenzyme homologs". Structure 10 (10): 1435–51. PMID 12377129. doi:10.1016/s0969-2126(02)00861-4. 
67. Iversen LF, Kastrup JS, Bjørn SE, et al. (1997). "Structure of HBP, a multifunctional protein with a serine proteinase fold". Nat. Struct. Biol. 4 (4): 265–8. PMID 9095193. doi:10.1038/nsb0497-265. 
68. Zettl M, Adrain C, Strisovsky K, et al. (2011). "Rhomboid family pseudoproteases use the ER quality control machinery to regulate intercellular signaling". Cell 145 (1): 79–91. PMC 3149277. PMID 21439629. doi:10.1016/j.cell.2011.02.047. 
69. Lemberg MK, Adrain C (2016). "Inactive rhomboid proteins: New mechanisms with implications in health and disease". Semin. Cell Dev. Biol. 60: 29–37. PMID 27378062. doi:10.1016/j.semcdb.2016.06.022. hdl:10400.7/759. 
70. Cheng CY, Morris I, Bardin CW (1993). "Testins Are Structurally Related to the Mouse Cysteine Proteinase Precursor But Devoid of Any Protease/Anti-Protease Activity". Biochem. Biophys. Res. Commun. 191 (1): 224–231. PMID 8447824. doi:10.1006/bbrc.1993.1206. 
71. Pelc LA, Chen Z, Gohara DW, et al. (2015). "Why Ser and not Thr brokers catalysis in the trypsin fold". Biochemistry 54 (7): 1457–64. PMC 4342846. PMID 25664608. doi:10.1021/acs.biochem.5b00014. 

Véxase tamén

Outros artigos

• Sitio activo
• Evolución converxente
• Evolución diverxente
• Catálise encimática
• Superfamilia de encimas
• Grupos funcionais
• Clan PA
• Protease
• Proteólise