Drosophila melanogaster

 Nota: Para outros significados, veja Mosca-das-frutas.
Como ler uma infocaixa de taxonomiaDrosophila melanogaster

Classificação científica
Reino: Animalia
Filo: Arthropoda
Classe: Insecta
Ordem: Diptera
Subordem: Brachycera
Família: Drosophilidae
Género: Drosophila
Subgénero: Sophophora
Espécie: D. melanogaster
Nome binomial
Drosophila melanogaster
(Meigen, 1830)[1]

Drosophila melanogaster é uma espécie de mosca (ordem taxonômica Diptera) na família Drosophilidae. A espécie também é conhecida como mosca-das-frutas[2] (mosca-da-fruta[3] em Portugal) ou mosca-do-vinagre.[4]

A espécie é amplamente utilizada como um organismo modelo, principalmente em pesquisas de genética.[5] A espécie é normalmente utilizada em pesquisas devido ao seu ciclo de vida rápido, genética relativamente simples com apenas quatro pares de cromossomos e grande número de descendentes por geração.[6] Era originalmente uma espécie africana, com todas as linhagens não-africanas tendo uma origem comum.[7] Sua distribuição geográfica inclui todos os continentes, incluindo ilhas.[5] D. melanogaster é uma praga comum em casas, restaurantes e outros lugares onde a comida é servida.[8]

As moscas pertencentes à família Tephritidae também são chamadas de "moscas da fruta". Isso pode causar confusão, pois os tefritídeos são pragas que causam prejuízo aos fruticultores. As drosófilas se alimentam de leveduras em frutos já caídos em início de decomposição e, portanto, não causam prejuízo.

Aparência física

Fêmea (esquerda) e macho de D. melanogaster
Vista de cima
Vista frontal

A forma selvagem de D. melanogaster possui o corpo amarelo-acastanhadas, com olhos vermelho e anéis transversais pretos no abdômen. A cor dos olhos do tipo selvagem deve-se a dois pigmentos: xantomantina,[9] que é marrom e derivada do triptofano, e drosopterinas, que são vermelhas e derivadas do trifosfato de guanosina.[10]

Apresentam dimorfismo sexual; as fêmeas têm cerca de 2,5 mm de comprimento; os machos são ligeiramente menores com o dorso mais escuro. Os machos são facilmente distinguidos das fêmeas. Os machos apresentam uma mancha preta na extremidade do abdômen, devido à fusão dos segmentos terminais. Possuem uma estrutura pilosa, denominada "pente sexual", na base do metatarso do par de patas anterior.[11] Além disso, os machos têm um aglomerado de pêlos pontiagudos (grampos) ao redor das partes reprodutoras usadas para se prender à fêmea durante o acasalamento. As fêmeas apresentam listas claras e escuras nos segmentos abdominais e não possuem qualquer estrutura pilosa nas patas.

Cérebro

Cérebros de animais de todos os tamanhos, do menor ao maior, funcionam de maneira bastante semelhante. A Drosophila tem cerca de 100.000 neurônios – em comparação com cerca de 86 bilhões em humanos – o cérebro da mosca é pequeno o suficiente para ser estudado no nível de células individuais.[12] Mas, no entanto, suporta uma série de comportamentos complexos, incluindo navegação, comportamentos de namoro e aprendizado.

O cérebro central consiste em aproximadamente 25.000 neurônios e cerca de 20 milhões de conexões.[13] O cérebro da larva de Drosophila é composto por dois hemisférios e o gânglio subesofágico.[14]

Os pesquisadores em 2023 identificaram mais de 3.000 neurônios e cerca de 550.000 sinapses.[15] A exploração dos padrões de conectividade dos neurônios – não apenas parceiros diretamente ligados, mas também os links de células ligadas e assim por diante – revelou 93 tipos diferentes de neurônios. As classes eram consistentes com agrupamentos preexistentes caracterizados por forma e função. E quase 75% dos neurônios mais bem conectados estavam ligados ao centro de aprendizado do cérebro, indicando a importância do aprendizado em animais.[16]

Ciclo de vida e reprodução

Ovo de D. melanogaster

A duração média do ciclo de vida de D. melanogaster depende das condições ambientais. Em condições ideais de crescimento, a 25°C, o tempo de vida de melanogaster é de cerca de 50 dias, do ovo à morte.[17] O período de desenvolvimento de D. melanogaster varia com a temperatura, como em muitas espécies ectotérmicas. O menor tempo de desenvolvimento (ovo a adulto), 7 dias, é alcançado a 28°C.[18][19]

Os tempos de desenvolvimento aumentam em temperaturas mais altas (11 dias em 30°C) devido ao estresse térmico. Em condições ideais, o tempo de desenvolvimento a 25°C é de 8,5 dias, a 18°C leva 19 dias, e a 12°C leva mais de 50 dias.[18][19] Em condições de superlotação, o tempo de desenvolvimento aumenta,[20] enquanto as moscas emergentes são menores.[20][21]

Fêmeas depositam cerca de 400 ovos, cinco de cada vez, em frutas podres ou outros materiais adequados, como fungos em decomposição e fluxos de seiva. Drosophila melanogaster é um inseto holometabólico, sofrendo uma metamorfose completa. Seu ciclo de vida é dividido em 4 fases: embrião, larva, pupa, adulto.[22] Os ovos, que medem cerca de 0,5 mm, eclodem em 12 a 15 horas (a 25°C). As larvas resultantes crescem por 4 dias (a 25°C) com duas mudas (no 2º e 3º estágio larval), em aproximadamente 24 a 48 horas após a eclosão. Durante esse tempo, se alimentam dos microrganismos que decompõem a fruta, assim como dos açúcares da fruta. A mãe coloca fezes nas bolsas de ovos para estabelecer a mesma composição microbiana no intestino das larvas.[23] As larvas então encapsulam no pupário e passam por uma metamorfose (a 25°C) por quatro dias, após os quais os adultos emergem da pupa.[18][19]

Os machos executam uma sequência de cinco padrões de comportamento para cortejar as fêmeas. Primeiro, os machos se orientam enquanto produzem uma "canção" de cortejo, abrindo suas asas horizontalmente e fazendo-as vibrar. Pouco depois, o macho posiciona-se na parte de trás do abdômen da fêmea em uma postura baixa para dar tapinhas e lamber os genitais da fêmea. Finalmente, o macho dobra o abdômen e tenta a cópula. As fêmeas podem rejeitar os machos afastando-se deles, chutando-os e expulsando seu ovipositor.[24]

A cópula dura de 15 a 20 minutos,[25] durante o qual os machos transferem para a fêmea algumas centenas de espermatozoides muito longos (1,76 mm) no fluido seminal.[26] As fêmeas armazenam o esperma em um receptáculo tubular e em dois espermatecas em forma de cogumelo, onde espermatozoides de muitos cruzamentos competem pela fertilização. Acredita-se que exista uma última precedência masculina; o último macho a acasalar com uma fêmea reproduz cerca de 80% de sua prole. Essa precedência ocorre por meio dos mecanismos chamados de deslocamento e incapacitação.[27] O deslocamento é atribuído ao manuseio do esperma pela fêmea, à medida que ocorrem os vários acasalamentos, e é mais significativo durante os primeiros 1 ou 2 dias após a cópula. O deslocamento do receptáculo seminal é mais significativo do que o deslocamento do espermateca..[27] A incapacitação do espermatozoide do primeiro macho pelo espermatozoide do segundo macho é significativa de 2 a 7 dias após a cópula. Acredita-se que o fluido seminal do segundo macho seja responsável por esse mecanismo de incapacitação (sem a remoção do primeiro espermatozoide masculino), que tem efeito antes da fertilização ocorrer.[27]

Acredita-se que o atraso na eficácia do mecanismo de incapacitação seja um mecanismo de proteção que evita que uma mosca macho incapacite seu próprio esperma, caso acasale repetidamente com a mesma mosca fêmea. Neurônios sensoriais no útero de D. melanogaster fêmeas respondem a uma proteína masculina que é encontrada no sêmen. Esta proteína torna a fêmea relutante em copular por cerca de 10 dias após a inseminação. O sinal é enviado a uma região do cérebro que é homóloga do hipotálamo e o hipotálamo controla então o comportamento sexual e o desejo. Hormônios gonadotrópicos em Drosophila mantêm a homeostase e governam a produção reprodutiva por meio de uma inter-relação cíclica, não muito diferente do ciclo estral dos mamíferos.[28]

Organismo modelo em genética

D. melanogaster foi um dos primeiros organismos usados para análises genéticas, e hoje é um dos organismos mais amplamente usados e geneticamente conhecidos de todos os eucariotos. Todos os organismos usam sistemas genéticos comuns; portanto, compreender processos gerais como a transcrição e replicação do DNA em moscas-das-frutas ajuda a entender esses processos em outros eucariotos, incluindo humanos. A espécie também tem importância na pesquisa ambiental e mutagênese.

Alfred Sturtevant Mapa de linkage genético de Drosophila melanogaster: Este foi o primeiro sucesso mapeamento de genes e fornece evidências importantes para a teoria cromossômica da herança. O mapa mostra as posições relativas das características alélicas no segundo cromossomo de Drosophila. A distância entre os genes (unidades de mapa) é igual à porcentagem de eventos de crossing-over que ocorrem entre diferentes alelos.

Thomas Hunt Morgan começou a usar moscas de fruta em estudos experimentais de hereditariedade em 1910, em um laboratório conhecido como "Fly Room" (sala da mosca). Essa sala era ocupada por oito mesas, nas quais os alunos faziam seus experimentos. Alguns dos experimentos mais importantes da história da biologia foram realizados lá. Morgan e seus alunos elucidaram muitos princípios básicos de hereditariedade, incluindo herança ligada ao sexo, epistasia, alelos múltiplos e mapeamento genético.[29]

Razões para uso em laboratórios

Tipos de D. melanogaster (sentido horário): olhos castanhos com corpo preto, olhos cinábrios, olhos sépia com corpo preto (ebony), olhos vermelhos, olhos brancos e olhos do tipo selvagem com corpo amarelo

Existem muitos motivos pelos quais a mosca da fruta é uma escolha popular como organismo modelo:

  • Baixo custo e fácil manuseio no laboratório.[30]
  • São facilmente anestesiadas, recuperando rapidamente o estado normal.[31]
  • Sua morfologia é fácil de identificar uma vez anestesiada.
  • Tem um tempo de geração curto (cerca de 10 dias à temperatura ambiente), portanto, várias gerações podem ser estudadas em poucas semanas.[32]
  • Possui alta fecundidade (as fêmeas põem até 100 ovos por dia e talvez 2.000 durante a vida).
  • Machos e fêmeas são facilmente distinguidos, e fêmeas virgens são facilmente isoladas, facilitando o cruzamento genético.
  • A larva madura possui cromossomos gigantes nas glândulas salivares, chamados cromossomos politênicos , que indicam regiões de transcrição.[33]
  • Possui apenas quatro pares de cromossomos - três autossomos e um par de cromossomos sexuais.
  • Os machos não apresentam recombinação meiótica, facilitando os estudos genéticos.
  • Existem numerosos mutantes espontâneos e obtêm-se facilmente mutações induzidas.[31]
  • Os "cromossomos balanceadores" letais recessivos carregando marcadores genéticos visíveis podem ser usados ​​para manter os estoques de alelos letais em um estado heterozigoto sem recombinação devido a múltiplas inversões no balanceador.
  • O desenvolvimento desse organismo - do ovo fertilizado ao adulto maduro - é bem compreendido.
  • As técnicas de transformação genética estão disponíveis desde 1987.
  • Seu genoma completo foi sequenciado e publicado pela primeira vez em 2000.[34]
  • Os mosaicos sexuais podem ser produzidos prontamente, fornecendo uma ferramenta adicional para estudar o desenvolvimento e o comportamento dessas moscas.

Marcadores genéticos

Os marcadores genéticos são comumente usados ​​em pesquisas com drosófilas, e a maioria dos fenótipos são facilmente identificáveis ​​a olho nu ou com um microscópio. Na lista de exemplos de marcadores comuns abaixo, o símbolo do alelo (em inglês) é seguido pelo nome dos genes afetados e a descrição de seu fenótipo. (Observação: os alelos recessivos são escritos em letras minúsculas, enquanto os alelos dominantes são escritos em letras maiúsculas.)

  • Cy1: Curly; as asas são curvadas para além do corpo e o voo pode ser um pouco alterado.
  • e1: Ebony; corpo e asas pretas (os heterozigotos são visivelmente mais escuros que o tipo selvagem).
  • Sb1: Stubble; os pelos são mais curtos e mais grossos do que os do tipo selvagem.
  • w1: White; olhos sem pigmentação visual, de cor branca.
  • bw: Brown; cor dos olhos determinada por vários pigmentos combinados
  • y1: Yellow; pigmentação do corpo e asas amarelas. Este é o análogo nas moscas do albinismo.

Os genes de Drosophila são tradicionalmente nomeados devido ao fenótipo que causam quando sofrem mutação. Por exemplo, a ausência de um determinado gene em Drosophila resultará em um embrião mutante que não desenvolve o coração; os cientistas nomearam o gene de tinman (Homem de Lata, a partir do personagem de The Wonderful Wizard of Oz, que não tinha coração).[35] Este sistema de nomenclatura compreende um número maior de nomes de genes do que em outros organismos.

Genoma

Asa tipo selvagem (esquerda) vs. Asa miniatura (direita)

O genoma de D. melanogaster (sequenciado em 2000)[34] contém quatro pares de cromossomos - um par X/Y e três autossomos rotulados 2, 3 e 4. O quarto cromossomo é tão minúsculo, que muitas vezes é ignorado, com exceção de seu importante gene eyeless (sem olhos). O genoma sequenciado de D. melanogaster possui 139,5 milhões de pares de bases,[36] e contém cerca de 15.682 genes de acordo com a versão 73 do Ensemble. Mais de 60% do genoma parece ser DNA funcional não-codificador de proteínas, envolvido em controle da expressão gênica.[37]

A determinação do sexo em Drosophila ocorre pela proporção de cromossomos X em relação aos autossomos,[38] não pela presença ou ausência de um cromossomo Y, como na determinação sexual humana. Embora o cromossomo Y seja totalmente heterocromático, ele contém pelo menos 16 genes, muitos dos quais têm funções relacionadas ao sexo masculino.[39]

Semelhança com humanos

Um estudo publicado em março de 2000, realizado pelo National Human Genome Research Institute, comparou o genoma da Drosophila melanogaster com o genoma humano, e estimou que cerca de 60% dos genes são conservados entre as duas espécies. Cerca de 75% dos genes de doenças humanas conhecidas têm uma correspondência reconhecível no genoma da espécie. A Drosophila está sendo usada como um modelo genético para várias doenças humanas, incluindo doenças neurodegenerativas como Parkinson, Huntington, ataxia espinocerebelar e doença de Alzheimer. A mosca também está sendo usada para estudar mecanismos subjacentes ao envelhecimento e estresse oxidativo, imunidade, diabetes e câncer, bem como abuso de drogas.[40][41][42]

Embriogênese

Drosophila melanogaster tem sido amplamente estudada na área da biologia do desenvolvimento. Seu pequeno tamanho, curto tempo de geração e numerosos descendentes a tornam ideal para estudos genéticos e embriológicos. Os trabalhos com Drosophila têm proporcionado a elucidação de processos biológicos envolvidos no estabelecimento dos eixos corporais (dorso-ventral e antero-posterior), formação da linhagem germinativa e do controle da expressão gênica envolvida nesses processos.

Ovogênese de Drosophila melanogaster. Na imagem, células foliculares que cobrem o ovócito e células cuidadoras (nurse cells).

Cada folículo ovariano de Drosophila é constituído por 16 células germinativas conectadas por canais em anel. Duas dessas células adquirem quatro canais de comunicação e são denominadas de pró-ovócitos, e por competição somente uma terminará a meiose I e será o futuro ovócito. As demais 15 células se tornarão nutridoras poliploides, que se especializam em transcrever RNAs mensageiros importantes para o futuro desenvolvimento embrionário.[43] A localização assimétrica dos mRNAs especifica os eixos corporais e permite o estabelecimento de gradientes morfógenos de proteínas, que determinam o destino celular durante a fase inicial do desenvolvimento. Estes mRNAs codificam proteínas envolvidas na regulação da transcrição e da tradução, que se difundem pela blastoderme sincicial levando à ativação ou repressão de genes zigóticos. Então, durante a formação do ovócito são transcritos genes codificadores de fatores maternos, e os seus mRNA são posicionados em determinadas regiões deste ovócito. Após a fecundação, estes mRNA são traduzidos em proteínas que ocuparão o mesmo lugar no zigoto.

Após a fertilização do ovócito pelo espermatozoide, o embrião inicial (ou embrião sincicial) sofre uma rápida replicação do ADN, ocorrendo 13 divisões nucleares até que aproximadamente 5.000 a 6.000 núcleos se acumulam no citoplasma comum não dividido do embrião. Ao final da 8ª divisão, a maioria dos núcleos migraram à superfície, circundando o saco vitelino (deixando para trás apenas alguns núcleos, que se transformarão em núcleos vitelinos). Após a 10ª divisão, células polares se formam na extremidade posterior do embrião, secretando a linha germinal do sincício. Finalmente, após a 13ª divisão, as membranas celulares invaginam-se lentamente, dividindo o sincício em células somáticas individualizadas. Uma vez que se completa este processo, a gastrulação se inicia.[44]

A divisão nuclear no embrião inicial da Drosophila ocorre tão rapidamente que não há pontos de verificação verdadeiros, portanto, podem ocorrer erros na divisão do DNA. Para resolver esse problema, os núcleos nos quais algum erro foi cometido se separam de seus centrossomas e caem para o centro do embrião (o saco vitelino), que não fará parte da mosca.

Gradiente anteroposterior de proteínas em Drosophila

A rede gênica (interação transcricional e proteica) que direciona o desenvolvimento inicial do embrião da mosca-das-frutas é uma das mais conhecidas hoje, especialmente os padrões ao longo dos eixos anteroposterior (AP) e dorsoventral (DV). Os eixos corporais são estabelecidos logo no início do desenvolvimento pela distribuição assimétrica de determinantes (transcritos de regiões específicas) no citoplasma do ovo. O desenvolvimento do embrião dependerá de fatores gerados pela mãe durante a ovogênese e de processos que ocorrem durante o desenvolvimento ovariano.

O embrião sofre movimentos morfogenéticos bem caracterizados durante a gastrulação e desenvolvimento inicial, como extensão germinativa, formação de vários sulcos, invaginação ventral do mesoderma, invaginação posterior e anterior do endoderma (trato digestivo) e extensa segmentação do corpo. até que finalmente eclode na cutícula circundante e passe para o 1º estágio larval. Durante o desenvolvimento larval, tecidos chamados discos imaginários crescem dentro da larva. Os discos imaginários se desenvolvem para formar a maioria das estruturas do corpo adulto, como cabeça, pernas, asas, tórax e genitais. As células do disco imaginário são estacionadas ou paradas momentaneamente durante a embriogênese, mas continuam a crescer e se dividir durante os estágios larvais, ao contrário da maioria das outras células larvais, que se diferenciaram para desempenhar funções especializadas e crescer para experimentar mais divisões celulares. Na metamorfose , a larva forma uma pupa, dentro da qual os tecidos larvais são reabsorvidos e os tecidos imaginários sofrem extensos movimentos morfogenéticos para formar as estruturas adultas.

Determinação sexual

As moscas Drosophila têm cromossomos X e Y, bem como autossomos. No entanto, ao contrário dos humanos, o cromossomo Y não confere masculinidade; em vez disso, codifica os genes necessários para a produção de esperma. O sexo é determinado pela proporção de cromossomos X para autossomos.[45] Além disso, cada célula "decide" se será masculina ou feminina independentemente do resto do organismo, resultando na ocorrência ocasional de ginandromorfos.

Cromossomos X Autossomos Proporção de X:A Sexo
XXXX AAAA 1 Fêmea Normal
XXX AAA 1 Fêmea Normal
XXY AA 1 Fêmea Normal
XXYY AA 1 Fêmea Normal
XX AA 1 Fêmea Normal
XY AA 0.50 Macho Normal
X AA 0.50 Macho Normal (estéril)
XXX AA 1.50 Metafêmea
XXXX AAA 1.33 Metafêmea
XX AAA 0.66 Intersex
X AAA 0.33 Metamacho

O desenvolvimento do fenótipo sexual em Drosophila é mediado por uma série de genes. Três genes principais estão envolvidos na determinação sexual em Drosophila. Estes são: sex-lethal, sisterless, and deadpan. Deadpan é um gene autossômico que inibe o gene sex-lethal,[46] enquanto sisterless é um gene ligado ao cromossomo X,[47] e inibe a ação de deadpan.

Uma célula AAX possui duas vezes mais deadpan do que sisterless, então sex-lethal será inibido, gerando um macho. No entanto, uma célula AAXX possuirá sisterless o suficiente para inibir a ação de deadpan, permitindo que o gene sex-lethal seja transcrito, gerando uma fêmea.

Mais tarde, o controle pelos genes deadpan e sisterless desaparece, e o que se torna importante é a forma do gene sex-lethal. Um promotor secundário é ativado, e esse gene é transcrito tanto em machos como em fêmeas. Porém, a análise de cDNA mostrou que diferentes formas são expressas em machos difere daquele das fêmeas. Foi demonstrado que a sex-lethal afeta o splicing de seu próprio mRNA.

Em machos, o transcrito nuclear é emendado de uma maneira que fornece três éxons, e o códon de terminação está no interior do éxon central. Em fêmeas, a presença do sex-lethal faz com que o processamento de RNA forneça apenas dois éxons, e o éxon central específico de macho está agora externalizado como um grande íntron. Assim, o mRNA específico de fêmea carece do códon de terminação; os outros sete aminoácidos são produzidos como uma cadeia peptídica completa, novamente dando uma diferença entre machos e fêmeas.[48]

A presença ou ausência de proteínas sex-lethal funcionais agora vai afetar a transcrição de outra proteína conhecida como doublesex. In the absence of sex-lethal, doublesex will have the fourth exon removed and be translated up to and including exon 6 (DSX-M[ale]), while in its presence the fourth exon which encodes a stop codon will produce a truncated version of the protein (DSX-F[emale]). DSX-F causes transcription of Yolk proteins 1 and 2 in somatic cells, which will be pumped into the oocyte on its production.

Imunidade

Diferente de mamíferos, a Drosophila possui somente imunidade inata e carece de uma resposta imune adaptativa. O sistema imunitário da D. melanogaster pode ser realizar duas respostas imunes: humoral e mediada por células. A primeira é uma resposta sistêmica mediada em grande parte pelas vias de sinalização Toll e Immune defficiency (Imd).[49] A via Imd atua contra bactérias gram-negativas e a via Toll contra bactérias gram-positivas, vírus e fungos, as quais desencadeiam a produção dos peptídeos antimicrobianos locais e sistêmicos.[50] Outras vias estão envolvidas nas principais respostas fisiológicas à infecção, incluindo as vias de resposta ao estresse JAK-STAT e P38, sinalização nutricional via FOXO e sinalização de morte celular JNK.

D. melanogaster tem um "corpo gordo" análogo ao do fígado humano. O corpo gordo é o principal órgão secretor, que produz moléculas imunológicas essenciais após a infecção, como peptídeos antimicrobianos (AMPs). Esses peptídeos são secretados na hemolinfa e se ligam a bactérias e fungos infecciosos, matando-os pela formação de poros em suas paredes celulares ou inibindo processos intracelulares. Além do corpo gordo, a resposta imune celular se refere à atividade direta das células sanguíneas, os hemócitos, que são análogas aos monócitos/macrófagos de mamíferos e desempenham um papel significativo nas respostas imunológicas. Em resposta aos desafios imunológicos, os hemócitos podem secretar citocinas, para ativar as vias de sinalização a jusante no corpo gordo. No entanto, o mecanismo por trás disso ainda não está claro.[51]

A via Toll encontrada na mosca-das-frutas

Via de sinalização Toll

A primeira descrição de receptores do tipo Toll envolvidos na resposta à infecção foi realizada em Drosophila,[52] culminando em um prêmio Nobel em 2011.[53]  A via Toll em Drosophila é homóloga às vias Toll-like em mamíferos. A via Toll foi descrita como sendo a principal via de defesa contra fungos, bactérias gram-positivas e vírus em Drosophila.[54]

Essa cascata regulatória é iniciada após o reconhecimento do patógeno por receptores de reconhecimento de padrões (RRPs). Os receptores do tipo Toll não conseguem reconhecer diretamente o patógeno; para serem ativados, necessitam da presença de uma proteína ligante, o peptídeo Spätzle (Spz). Após uma infecção, a proteína precursora pró-Spätzle é clivada pela protease SPE (enzima do processador Spätzle) e dá origem ao Spätzle ativo, que então se liga ao receptor Toll, localizado na superfície da célula do corpo gordo, e se dimeriza para ativar vias de sinalização de NF-kB a jusante, incluindo múltiplos "domínios de morte" contendo proteínas e reguladores negativos, como a proteína de repetição de anquirina Cactus. A via culmina com a translocação dos fatores de transcrição NF-κB Dorsal e Dif (fator de imunidade relacionado ao dorso) para o núcleo.

Moscas com deficiência de AMP (olhos vermelhos) sofrem crescimento bacteriano galopante (fluorescência verde) após a infecção

Via de sinalização Imd

A via Imd é ortóloga à superfamília de receptores do fator de necrose tumoral humano e é desencadeada por bactérias Gram-negativas através do reconhecimento por proteínas de reconhecimento de peptidoglicano (PGRP), incluindo receptores de superfície (PGRP-LR) e solúveis (LC). A sinalização de Imd culmina na translocação do fator de transcrição NF-κB para o núcleo, levando à regulação positiva de genes responsivos a Imd, incluindo a diptericina AMP. Consequentemente, as moscas deficientes em AMPs se assemelham aos mutantes da via Imd em termos de suscetibilidade à infecção bacteriana.

Sinalização JAK-STAT

A via de sinalização JAK/STAT consiste em três componentes principais: um receptor de superfície celular, uma Janus quinase (JAK) e o fator de transcrição STAT.[55] Vários elementos da via de sinalização JAK-STAT de Drosophila apresentam homologia direta com os genes da via JAK-STAT humana. A sinalização JAK-STAT é induzida por vários fatores estressores do organismo, como calor, desidratação ou infecção. A indução JAK-STAT leva à produção de uma série de proteínas de resposta ao estresse, incluindo proteínas contendo tioéster (TEPs),[56] Turandots,[57] e o peptídeo antimicrobiano putativo Listericina.[58] Os mecanismos pelos quais muitas dessas proteínas atuam ainda estão sob investigação. Por exemplo, os TEPs parecem promover a fagocitose de bactérias Gram-positivas e a indução da via Toll. Como consequência, as moscas sem TEPs são mais suscetíveis à infecção.[56]

Hemócitos de Drosophila (verde) envolvendo a bactéria Escherichia coli (vermelho)

Resposta celular à infecção

Os hemócitos circulantes são os principais reguladores da infecção. Isso foi demonstrado tanto por meio de ferramentas genéticas para gerar moscas sem hemócitos, quanto por meio da injeção de gotículas lipídicas, que saturam a capacidade do hemócito de fagocitar uma infecção secundária.[59][60] As moscas tratadas assim não conseguem fagocitar as bactérias após a infecção e são correspondentemente suscetíveis à infecção.[61] Esses hemócitos derivam de duas ondas de hematopoiese, uma ocorrendo no embrião inicial e outra ocorrendo durante o desenvolvimento da larva ao adulto.[62] No entanto, os hemócitos de Drosophila não se renovam ao longo da vida adulta e, portanto, a mosca tem um número finito de hemócitos que diminui ao longo de sua vida.[63] Os hemócitos também estão envolvidos na regulação de eventos do ciclo celular e apoptose de tecido aberrante (por exemplo, células cancerosas), produzindo Eiger, uma molécula sinalizadora do fator de necrose tumoral que promove asinalização JNK e, em última instância, a morte celular e a apoptose.[64]

Ver também

Referências

  1. ↑ Meigen JW (1830). Systematische Beschreibung der bekannten europäischen zweiflügeligen Insekten (PDF) (em alemão). 6. [S.l.]: Schulz-Wundermann. Arquivado do original (PDF) em 9 de fevereiro de 2012 
  2. ↑ «Mosca-das-frutas». Michaelis On-Line. Consultado em 25 de outubro de 2022 
  3. ↑ Infopédia. «mosca-da-fruta | Dicionário Infopédia da Língua Portuguesa». infopedia.pt - Porto Editora. Consultado em 25 de outubro de 2022 
  4. ↑ Infopédia. «mosca-do-vinagre | Dicionário Infopédia da Língua Portuguesa». infopedia.pt - Porto Editora. Consultado em 25 de outubro de 2022 
  5. ↑ a b Markow TA (Junho de 2015). «The secret lives of Drosophila flies». eLife (em inglês). 4. PMC 4454838Acessível livremente. PMID 26041333. doi:10.7554/eLife.06793 
  6. ↑ Sang, James H. (23 de junho de 2001). «Drosophila melanogaster: The Fruit Fly». In: Eric C. R Reeve. Encyclopedia of genetics (em inglês). EUA: Fitzroy Dearborn Publishers, I. p. 157. ISBN 978-1-884964-34-3 
  7. ↑ Baudry E; Viginier B; Veuille M (Agosto de 2004). «Non-African populations of Drosophila melanogaster have a unique origin». Molecular Biology and Evolution. 21 (8): 1482–91. PMID 15014160. doi:10.1093/molbev/msh089 
  8. ↑ «Vinegar Flies, Drosophila species, Family: Drosophilidae». Department of Entomology, College of Agricultural Sciences, Pennsylvania State University. 2017 
  9. ↑ Silva Moreno, F. J. (1986). «Estudio bioquímico de las interacciones entre mutantes que afectan a la síntesis de pteridinas y xantomatina en Drosophila Melanogaster» 
  10. ↑ Ewart GD; Howells AJ (1 de janeiro de 1998). «ABC transporters involved in transport of eye pigment precursors in Drosophila melanogaster». Methods in Enzymology. ABC Transporters: Biochemical, Cellular, and Molecular Aspects. 292: 213–24. ISBN 9780121821937. PMID 9711556. doi:10.1016/S0076-6879(98)92017-1 
  11. ↑ «Distinção dos sexos» (PDF). Estaleiro da Ciência - Guia prático. Consultado em 11 de outubro de 2020. Cópia arquivada (PDF) em 11 de outubro de 2020 
  12. ↑ Jody Clements; et al. (17 de janeiro de 2020). «neuPrint: Analysis Tools for EM Connectomics». bioRxiv 
  13. ↑ Ito, Kei; Hotta, Yoshiki (1 de janeiro de 1992). «Proliferation pattern of postembryonic neuroblasts in the brain of Drosophila melanogaster». Developmental Biology (em inglês) (1): 134–148. ISSN 0012-1606. doi:10.1016/0012-1606(92)90270-Q. Consultado em 24 de julho de 2023 
  14. ↑ Jeibmann, Astrid; Paulus, Werner (fevereiro de 2009). «Drosophila melanogaster as a Model Organism of Brain Diseases». International Journal of Molecular Sciences (em inglês) (2): 407–440. ISSN 1422-0067. doi:10.3390/ijms10020407. Consultado em 24 de julho de 2023 
  15. ↑ Winding, Michael; Pedigo, Benjamin D.; Barnes, Christopher L.; Patsolic, Heather G.; Park, Youngser; Kazimiers, Tom; Fushiki, Akira; Andrade, Ingrid V.; Khandelwal, Avinash (10 de março de 2023). «The connectome of an insect brain». Science (em inglês) (6636). ISSN 0036-8075. PMC PMC7614541Acessível livremente Verifique |pmc= (ajuda). PMID 36893230. doi:10.1126/science.add9330. Consultado em 24 de julho de 2023 
  16. ↑ «Scientists have mapped an insect brain in greater detail than ever before» (em inglês). 9 de março de 2023. Consultado em 24 de julho de 2023 
  17. ↑ Linford NJ; Bilgir C; Ro J, Pletcher SD (Janeiro de 2013). «Measurement of lifespan in Drosophila melanogaster». Journal of Visualized Experiments (71). PMC 3582515Acessível livremente. PMID 23328955. doi:10.3791/50068 
  18. ↑ a b c Ashburner M, Thompson JN (1978). «The laboratory culture of Drosophila». In: Ashburner M, Wright TRF. The genetics and biology of Drosophila. 2A. [S.l.]: Academic Press. pp. 1–81 
  19. ↑ a b c Ashburner M; Golic KG; Hawley RS (2005). Drosophila: A Laboratory Handbook. 2 ed. [S.l.]: Cold Spring Harbor Laboratory Press. pp. 162–4. ISBN 978-0-87969-706-8 
  20. ↑ a b Chiang HC; Hodson AC (1950). «An analytical study of population growth in Drosophila melanogaster». Ecological Monographs. 20 (3): 173–206. JSTOR 1948580. doi:10.2307/1948580 
  21. ↑ Bakker K (1961). «An analysis of factors which determine success in competition for food among larvae of Drosophila melanogaster». Archives Néerlandaises de Zoologie. 14 (2): 200–281. doi:10.1163/036551661X00061 
  22. ↑ Fernández-Moreno MA; Farr CL; Kaguni LS; Garesse R (2007). «Drosophila melanogaster as a model system to study mitochondrial biology». Mitochondria. Col: Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.). 372. [S.l.: s.n.] pp. 33–49. ISBN 978-1-58829-667-2. PMC 4876951Acessível livremente. PMID 18314716. doi:10.1007/978-1-59745-365-3_3 
  23. ↑ Blum JE; Fischer CN; Miles J; Handelsman J (2013). «Frequent replenishment sustains the beneficial microbiome of Drosophila melanogaster». mBio. 4 (6): e00860-13. PMC 3892787Acessível livremente. PMID 24194543. doi:10.1128/mBio.00860-13 
  24. ↑ Cook R; Connolly K (1973). «Rejection Responses by Female Drosophila melanogaster: Their Ontogeny, Causality and Effects upon the Behaviour of the Courting Male». Behaviour. 44 (1/2): 142–166. JSTOR 4533484. doi:10.1163/156853973x00364 
  25. ↑ Houot B; Svetec N; Godoy-Herrera R; Ferveur JF (Julho de 2010). «Effect of laboratory acclimation on the variation of reproduction-related characters in Drosophila melanogaster». The Journal of Experimental Biology. 213 (Pt 13): 2322–31. PMID 20543131. doi:10.1242/jeb.041566 
  26. ↑ Gilbert SF (2006). «9: Fertilization in Drosophila». Developmental Biology 8th ed. [S.l.]: Sinauer Associates. ISBN 978-0-87893-250-4. Arquivado do original em 7 de fevereiro de 2007 
  27. ↑ a b c Price CS; Dyer KA; Coyne JA (Julho de 1999). «Sperm competition between Drosophila males involves both displacement and incapacitation». Nature. 400 (6743): 449–52. Bibcode:1999Natur.400..449P. PMID 10440373. doi:10.1038/22755 
  28. ↑ Meiselman M; Lee SS; Lee SS; Tran RT; Dai H; Ding Y; et al. (Maio de 2017). «Drosophila melanogaster». Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (19): E3849–E3858. PMC 5441734Acessível livremente. PMID 28439025. doi:10.1073/pnas.1620760114 
  29. ↑ Pierce, BA (2004). Genetics : a conceptual approach 2 ed. New York: W.H. Freeman. ISBN 978-0-7167-8881-2 
  30. ↑ Pletcher, Scott D.; Libert, Sergiy; Skorupa, Danielle (novembro de 2005). «Flies and their Golden Apples: The effect of dietary restriction on Drosophila aging and age-dependent gene expression». Ageing Research Reviews (4): 451–480. ISSN 1568-1637. doi:10.1016/j.arr.2005.06.007. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  31. ↑ a b Aguiar, Cristina Almeida (2015). «Hereditariedade e Evolução - Guia de Trabalhos Práticos» (PDF). Departamento de Biologia - Universidade do Minho 
  32. ↑ Piper, Matthew D.W.; Skorupa, Danielle; Partridge, Linda (novembro de 2005). «Diet, metabolism and lifespan in Drosophila». Experimental Gerontology (11): 857–862. ISSN 0531-5565. doi:10.1016/j.exger.2005.06.013. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  33. ↑ Zykova, Tatyana Yu; Levitsky, Victor G.; Belyaeva, Elena S.; Zhimulev, Igor F. (abril de 2018). «Polytene Chromosomes – A Portrait of Functional Organization of the Drosophila Genome». Current Genomics (3): 179–191. ISSN 1389-2029. PMC 5850506Acessível livremente. PMID 29606905. doi:10.2174/1389202918666171016123830. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  34. ↑ a b Adams, Mark D.; Celniker, Susan E.; Holt, Robert A.; Evans, Cheryl A.; Gocayne, Jeannine D.; Amanatides, Peter G.; Scherer, Steven E.; Li, Peter W.; Hoskins, Roger A. (24 de março de 2000). «The Genome Sequence of Drosophila melanogaster». Science (em inglês) (5461): 2185–2195. ISSN 0036-8075. PMID 10731132. doi:10.1126/science.287.5461.2185. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  35. ↑ Azpiazu, N.; Frasch, M. (1 de julho de 1993). «tinman and bagpipe: two homeo box genes that determine cell fates in the dorsal mesoderm of Drosophila.». Genes & Development (em inglês) (7b): 1325–1340. ISSN 0890-9369. PMID 8101173. doi:10.1101/gad.7.7b.1325. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  36. ↑ «Drosophila melanogaster (ID 47) - Genome - NCBI». www.ncbi.nlm.nih.gov. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  37. ↑ Halligan, Daniel L.; Keightley, Peter D. (julho de 2006). «Ubiquitous selective constraints in the Drosophila genome revealed by a genome-wide interspecies comparison». Genome Research (7): 875–884. ISSN 1088-9051. PMC 1484454Acessível livremente. PMID 16751341. doi:10.1101/gr.5022906. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  38. ↑ «Det. do Sexo em Drosophila :: CARBONARO, T. M.». geneticavirtual.webnode.com.br. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  39. ↑ Carvalho, A. Bernardo (1 de dezembro de 2002). «Origin and evolution of the Drosophila Y chromosome». Current Opinion in Genetics & Development (em inglês) (6): 664–668. ISSN 0959-437X. doi:10.1016/S0959-437X(02)00356-8. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  40. ↑ Fly Models of Human Diseases (em inglês). [S.l.]: Academic Press. 2 de janeiro de 2017 
  41. ↑ Buchon, Nicolas; Silverman, Neal; Cherry, Sara (dezembro de 2014). «Immunity in Drosophila melanogaster — from microbial recognition to whole- organism physiology». Nature reviews. Immunology (12): 796–810. ISSN 1474-1733. PMC 6190593Acessível livremente. PMID 25421701. doi:10.1038/nri3763. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  42. ↑ Kaun, Karla R.; Devineni, Anita V.; Heberlein, Ulrike (junho de 2012). «Drosophila melanogaster as a model to study drug addiction». Human Genetics (6): 959–975. ISSN 0340-6717. PMC 3351628Acessível livremente. PMID 22350798. doi:10.1007/s00439-012-1146-6. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  43. ↑ Fonseca, Rodrigo Nunes da; Gomes, Helga; Araújo, Helena (2012). «Capítulo 2 - Aspectos Morfofuncionais da Embriologia dos Artrópodes». Tópicos Avançados em Entomologia Molecular (pdf). Rio de Janeiro: INCT – EM. ISBN 978-85-916127-1-0 
  44. ↑ Katrin Weigmann, Robert Klapper, Thomas Strasser, Christof Rickert, Gerd Technau, Herbert Jäckle, Wilfried Janning & Christian Klämbt (2003). «FlyMove – a new way to look at development of Drosophila». Trends in Genetics. 19 (6): 310–311. PMID 12801722. doi:10.1016/S0168-9525(03)00050-7 
  45. ↑ Rideout, Elizabeth J.; Narsaiya, Marcus S.; Grewal, Savraj S. (28 de dezembro de 2015). «The Sex Determination Gene transformer Regulates Male-Female Differences in Drosophila Body Size». PLOS Genetics (em inglês) (12): e1005683. ISSN 1553-7404. PMC 4692505Acessível livremente. PMID 26710087. doi:10.1371/journal.pgen.1005683. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  46. ↑ Younger-Shepherd, S.; Vaessin, H.; Bier, E.; Jan, L. Y.; Jan, Y. N. (18 de setembro de 1992). «deadpan, an essential pan-neural gene encoding an HLH protein, acts as a denominator in Drosophila sex determination». Cell (6): 911–922. ISSN 0092-8674. PMID 1525829. doi:10.1016/0092-8674(92)90242-5. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  47. ↑ Cline, T. W. (agosto de 1988). «Evidence That Sisterless-a and Sisterless-B Are Two of Several Discrete ``numerator Elements of the X/a Sex Determination Signal in Drosophila That Switch Sxl between Two Alternative Stable Expression States». Genetics (4): 829–862. ISSN 0016-6731. PMC 1203469Acessível livremente. PMID 3137120. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  48. ↑ Gilbert, Scott F. (2003). Biologia do desenvolvimento 5 ed. Ribeirão Preto: FUNPEC Editora. pp. 788–792. ISBN 85-87528-61-0 
  49. ↑ Carvalho, Joana Gomes Campos de (2016). «The role of microRNAs in haematopoiesis and immunity of Drosophila melanogaster». Consultado em 11 de outubro de 2020 
  50. ↑ Merkel, Simone (2018). «Mosca-das-frutas como modelo para estudo de patogenicidade e de prospecção de fármacos frente a Malassezia pachydermatis». Porto Alegre, RS: Universidade Federal do Rio Grande do Sul (Dissertação de Mestrado). Consultado em 11 de outubro de 2020 
  51. ↑ Murphy, Kenneth (2014). Imunobiologia de Janeway 8 ed. Porto Alegre: Artmed Editora. pp. 96–98. ISBN 9788582710401 
  52. ↑ Lemaitre, Bruno; Nicolas, Emmanuelle; Michaut, Lydia; Reichhart, Jean-Marc; Hoffmann, Jules A. (20 de setembro de 1996). «The Dorsoventral Regulatory Gene Cassette spätzle/Toll/cactus Controls the Potent Antifungal Response in Drosophila Adults». Cell (em inglês) (6): 973–983. ISSN 0092-8674. PMID 8808632. doi:10.1016/S0092-8674(00)80172-5. Consultado em 11 de outubro de 2020 
  53. ↑ «The Nobel Prize in Physiology or Medicine 2011». NobelPrize.org (em inglês). Consultado em 11 de outubro de 2020 
  54. ↑ «Capítulo 14 - Interação Patógeno-Vetor: Dengue.». Tópicos Avançados em Entomologia Molecular (PDF). [S.l.: s.n.] 
  55. ↑ Lourenço, A. P. (2007). «Genes codificadores dos peptídeos antimicrobianos e de outras proteínas envolvidas na resposta imune de Apis mellifera» (PDF). Universidade de São Paulo (Dissertação de Doutorado). doi:10.11606/T.17.2008.tde-04042008-144240 
  56. ↑ a b Dostálová, Anna; et al. (5 de setembro de 2017). «Thioester-containing proteins regulate the Toll pathway and play a role in Drosophila defence against microbial pathogens and parasitoid wasps». BMC biology. 15 (1): 79. PMC 5584532Acessível livremente. PMID 28874153. doi:10.1186/s12915-017-0408-0 
  57. ↑ Srinivasan, N.; Gordon, O.; Ahrens, S.; Franz, A.; Deddouche, S.; Chakravarty, P.; Phillips, D.; et al. (2016). «Actin is an evolutionarily-conserved damage-associated molecular pattern that signals tissue injury in Drosophila melanogaster». eLife. 5: e19662. doi:10.7554/eLife.19662 
  58. ↑ Goto A; Yano T; Terashima J; Iwashita S; Oshima Y; Kurata S (Maio de 2010). «Cooperative regulation of the induction of the novel antibacterial Listericin by peptidoglycan recognition protein LE and the JAK-STAT pathway». The Journal of Biological Chemistry. 285 (21): 15731–8. PMC 2871439Acessível livremente. PMID 20348097. doi:10.1074/jbc.M109.082115 
  59. ↑ Wang, L.; Kounatidis I.; Ligoxygakis, P. (2013). «Drosophila as a model to study the role of blood cells in inflammation, innate immunity and cancer». Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 3: 113. PMC 3885817Acessível livremente. PMID 24409421 
  60. ↑ Neyen C; Bretscher AJ; Binggeli O; Lemaitre B (Junho de 2014). «Methods to study Drosophila immunity» (PDF). Methods. 68 (1): 116–28. PMID 24631888. doi:10.1016/j.ymeth.2014.02.023 
  61. ↑ Hashimoto Y; Tabuchi Y; Sakurai K; Kutsuna M; Kurokawa K; Awasaki T; et al. (Dezembro de 2009). «Identification of lipoteichoic acid as a ligand for draper in the phagocytosis of Staphylococcus aureus by Drosophila hemocytes». Journal of Immunology. 183 (11): 7451–60. PMID 19890048. doi:10.4049/jimmunol.0901032 
  62. ↑ Holz A; Bossinger B; Strasser T; Janning W; Klapper R (Outubro de 2003). «The two origins of hemocytes in Drosophila». Development. 130 (20): 4955–62. PMID 12930778. doi:10.1242/dev.00702 
  63. ↑ Sanchez Bosch P; Makhijani K; Herboso L; Gold KS; Baginsky R; Woodcock KJ; et al. (Dezembro de 2019). «Adult Drosophila Lack Hematopoiesis but Rely on a Blood Cell Reservoir at the Respiratory Epithelia to Relay Infection Signals to Surrounding Tissues». Developmental Cell. 51 (6): 787–803.e5. PMC 7263735Acessível livremente. PMID 31735669. doi:10.1016/j.devcel.2019.10.017 
  64. ↑ Parvy JP; Yu Y; Dostalova A; Kondo S; Kurjan A; Bulet P; et al. (Julho de 2019). «Drosophila». eLife. 8: e45061. PMC 6667213Acessível livremente. PMID 31358113. doi:10.7554/eLife.45061 

Bibliografia

  • Gilbert, S.E. 2003. Developmental Biology, 7ª ed., pp 307-355 e pp 711-748, Sinauer Associates Inc., Sunderland.
  • Hartfelder K. 2006. Genética do Desenvolvimento e Evolução dos Grandes Grupos de Animais. Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto, USP.
  • Lasko, P. 1999. RNA sorting in Drosophila oocytes and embryos. The FASEB Journal 13: 421-433.
  • Macdonald, P.M. 1990. Bicoid mRNA localization signal: phylogenetic conservation of function and RNA secondary structure. Development 110: 161-171.
  • Nabais. J.R. 2010. Localização de mRNA em Drosophila melanogaster: estudo da proteína Ypsilon Schachtel. Universidade Nova de Lisboa.
  • Palacios, I.M. 2007. How does na mRNA find its way? Intracellular localisation of transcripts. Seminars in Cell & Developmental Biology 18: 163-170.
  • Rodrigo Nunes da Fonseca, Helga Gomes, Helena Araújo. Aspectos morfofuncionais da embriologia dos Artrópodes INCT – EM – 2012

Ligações externas

Commons
Commons
O Commons possui imagens e outros ficheiros sobre Drosophila melanogaster
Wikispecies
Wikispecies
O Wikispecies tem informações sobre: Drosophila melanogaster

Strategi Solo vs Squad di Free Fire: Cara Menang Mudah!