Flora vaxinal

Lactobacilos e unha célula vaxinal escamosa.

A flora vaxinal, tamén chamada microbiota vaxinal, é o conxunto de microorganismos (principalmente bacterias) que colonizan a vaxina. Foi descuberta polo xinecólogo alemán Albert Döderlein en 1892. A cantidade e tipo de bacterias presentes ten importancia na saúde global da muller. As principais bacterias colonizadoras da vaxina nunha muller con boa saúde son os do xénero Lactobacillus,^[1] como a especie L. crispatus, e o ácido láctico que producen (algunhas especies producen peróxido de hidróxeno ou antibióticos), en combinación cos fluídos segregados durante a excitación sexual, son en grande medida responsables do cheiro característico da área vaxinal.

As alteracións da flora vaxinal normal ou a transmisión de microorganismos infecciosos, poden facer que estes proliferen na vaxina, orixinando infeccións. Entre as diversas bacterias que poden proliferar anormalmente está Gardnerella vaginalis, que pode causar vaxinose bacteriana. Na vaxina tamén poden vivir fungos, como os lévedos do xénero Candida, que en certas situacións poden orixinar infeccións, especialmente as producidas por Candida albicans. Entre os protozoos que poden proliferar na vaxina como resultado dunha transmisión por vía sexual, hai que salientar a Trichomonas vaginalis, axente da trocomoníase.

Microflora vaxinal

Lactobacilos

As principais bacterias colonizadoras da vaxina en mulleres sas son as do xénero Lactobacillus.^[1] Desde a primeira descrición dos lactobacilos feita por Döderlein, estas bacterias considéranse xeralmente como os porteiros do ecosistema vaxinal. Os lactobacilos inhiben in vitro o crecemento de microorganismos patoxénicos, por exemplo, de Bacteroides fragilis, Escherichia coli, Gardnerella vaginalis, Mobiluncus spp., Neisseria gonorrhoeae, Peptostreptococcus anaerobius, Peptostreptococcus bivia e Staphylococcus aureus. Acéptase xeralmente que realizan este control principalmente polos efectos do ácido láctico que segregan.^[2][3][4][5] Ademais, os lactobacilos aseguran a colonización a longo prazo da vaxina pola súa adherencia ás células epiteliais vaxinais, bloqueando a adherencia de bacterias patóxenas ao epitelio vaxinal.^[6] Ademais da produción de ácido láctico e a competición pola adherencia, teñen outros mecanismos que consisten na produción de peróxido de hidróxeno (un antimicrobiano de amplo espectro) e bacteriocinas (antimicrobianos contra dianas específicas).^{[7][8][9][10][11][12]}

Produción de ácido láctico

Considérase que os pHs baixos son o principal mecanismo de control da composición da microflora vaxinal. Aínda que o ácido láctico producido polos lactobacilos contribúe á acidez vaxinal, aínda non está probado que sexa a principal causa dos pHs baixos vaxinais, pero o feito é que a maioría dos lactobacilos prosperan mellor a pHs < 4,5.^[8][13][14]

Peróxido de hidróxeno

A produción de H₂O₂ (peróxido de hidróxeno) é un mecanismo ben coñecido de antagonismo bacteriano,^[15][16][17] que inhibe o crecemento de microorganismos por medio da interacción directa ou por medio da mieloperoxidase humana.^[18][19][20] A actividade antimicrobiana dos lactobacilos produtores de peróxido de hidróxeno inactiva o VIH-1, o virus herpes simplex 2 (HSV-2), o protozoo Trichomonas vaginalis, e as bacterias G. vaginalis, P. bivia e E. coli.^{[10][19][21][22][23][24][25][26]} Eschenbach et al.^[18] encontraron que o 96% das especies de Lactobacillus dun ecosistema vaxinal san producían H₂O₂ (L. jensenii e L. vaginalis producen os niveis maiores de H₂O₂,^[9][27] mentres que só o 6% dos lactobacilos recollidos de mulleres con vaxinose bacteriana producían H₂O₂).^[18] En concordancia con isto, L. iners, o asociado máis frecuentemente cunha microflora vaxinal perturbada,^[28][29] produce pouca H₂O₂.^[30][31] A colonización vaxinal por lactobacilos produtores de H₂O₂ fora asociada cunha diminución da aparición de vaxinose bacteriana.^[32] Porén, máis recentemente O‘Hanlon et al.^[33] demostraron que o fluído cervicovaxinal e o seme teñen unha actividade significativa bloqueante da H₂O₂ e demostraron^[10] tamén que as concentracións fisiolóxicas de H₂O₂ por debaixo de 100 μM non podían inactivar ningunha das 17 especies probadas de bacterias asociadas coa vaxinose bacteriana, como por exemplo Atopobium vaginae, G. vaginalis, Mobiluncus spp., P. bivia, Prevotella corporis ou Mycoplasma hominis, mesmo en presenza de mieloperoxidase humana, que se sabe que incrementa a actividade microbicida da H₂O₂.^[10] Soamente as concentracións suprafisiolóxicas de H₂O₂ exóxena (0,34% w/v, 100 mM) eran dabondo como para inactivar as bacterias asociadas á vaxinose bacteriana e a esas concentracións inactivaba máis potentemente aos lactobacilos vaxinais (L. crispatus, L. gasseri, L. iners e L. jensenii). Unha concentración de 100 mM de H₂O₂ é aproximadamente 50 veces maior da que os lactobacilos poden producir mesmo en condicións óptimas aerobias e baixas en antioxidantes, e aproximadamente 5.000 veces maiores que a concentración de H₂O₂ estimada in vivo. Aínda máis salientable é o feito de que a adición de fluído vaxinal a só o 1% bloqueaba a actividade microbicida da H₂O₂ a concentración 1 M. Explicacións posibles destes feitos poden ser que o fluído cervicovaxinal e o seme conteñen proteínas, glicoproteínas, polisacáridos, lípidos, e outras moléculas co potencial de reaccionar coa H₂O₂ e inactivala. Ademais, a vaxina é hipóxica a maioría do tempo, mentres que os lactobacilos requiren oxíxeno para producir peróxido de hidróxeno. Tamén é importante que o encima catalase, que proporciona protección ás bacterias contra a tóxica H₂O₂, está ausente nos lactobacilos,^[18][21] e dese modo estarían desprotexidos contra a súa propia produción de H₂O₂. Polo contrario, en condicións de crecemento anaerobias óptimas, as concentracións fisiolóxicas de ácido láctico inactivaban os patóxenos asociados á vaxinose bacteriana sen afectaren aos lactobacilos vaxinais.^[10][33] En resumo, aínda que a produción de peróxido de hidróxeno dos lactobacilos foi considerada tradicionalmente como un importante compoñente antimicrobiano, que contribuía á resistencia á colonización proporcionada pola presenza de lactobacilos,^[9][12] e aínda que parecía haber unha ligazón entre os lactobacilos produtores de H₂O₂ e a microflora vaxinal normal, os datos recentes non apoian este papel atribuído á H₂O₂.^[10][33]

Bacteriocinas

Os lactobacilos vaxinais producen varios péptidos microbianos específicos para determinadas dianas, por exemplo bacteriocinas como a lactocina 160 e a crispasina A ^[8] ,^[34][35][36] que teñen actividade inhibitoria que pode ser de espectro estreito (moi relacionadas coas especies de Lactobacillus) ^[37] ou amplo (de diversos grupos de bacterias, como G. vaginalis e P. bivia),^{[4][36][38][39]} e producen tamén substancias similares a bacteriocinas, de espectro máis amplo que as bacteriocinas (por exemplo, un péptido resistente á calor producido por Lactobacillus salivarius subsp. salivarius CRL 1328).^[6][40] Varios estudos indicaron que a actividade das bacteriocinas está favorecida polos pHs baixos.^[4][41] En resumo, as substancias inhibitorias producidas polas especies vaxinais de Lactobacillus parecen ser factores importantes na protección do econicho vaxinal, e os ácidos orgánicos, bacteriocinas (e o peróxido de hidróxeno) actuarían sinerxicamente para previr a colonización por anaerobios patóxenos. Non todas as especies de Lactobacillus e non todas as cepas dunha mesma especie de Lactobacillus presentan os tres mecanismos.^[8] Nas mulleres premenopáusicas só se atopa un selecto grupo de especies de Lactobacillus que domina o econicho vaxinal, formado por L. crispatus, L. jensenii, L. iners, L. gasseri (e posiblemente L. vaginalis), como se avaliou por medio de técnicas tanto dependentes de cultivo celular coma independentes.^{[28][29][30][42][43][44][45][46][47][48]} Os lactobacilos vaxinais mostran un acusado vaxinotropismo, e os seus pili actúan como ligandos para a unión a glicolípidos receptores das células do epitelio vaxinal.^[49][50] O limitado número de especies de Lactobacillus atopadas na vaxina humana é sorprendente, polo que cabe a posibilidade de que haxa factores do hóspede que seleccionan organismos específicos, ou que estas especies teñen características pouco comúns que lles permiten colonizar con éxito a vaxina, ou ambas as cousas.^[46] Porén, este vaxinotropismo non só se aplica a ese selecto grupo de lactobacilos que indican que a vaxina ten boa saúde, senón tamén ás especies de bacterias asociadas coa vaxinose bacteriana.^[51] A microflora detectada nos xenitais humanos e no econicho do tracto intestinal non parece crecer fóra do seu hóspede e a súa transmisión probablemente depende da crianza con estreito contacto entre pais e fillos;^[51] por exemplo, prodúcese unha transmisión da nai ao neonato da microflora xenital, moi probablemente tamén con microflora intestinal distribuída homoxeneamente sobre o corpo do/a meniño/a, incluíndo a pel, cavidade oral, nasofarinxe, e feces.^[52] Os estudos moleculares indican que a microflora intestinal de xemelgos idénticos e fraternos mostra maiores semellanzas entre si que a observada entre eses xemelgos e as súas respectivas parellas, e isto débese probablemente a que tiveron a mesma nai que os coidou.^[50]

Outras especies bacterianas vaxinais

Varias especies bacterianas anaerobias encóntranse frecuentemente na vaxina, como os cocos grampositivos: Atopobium vaginae, Peptostreptococcus spp., Staphylococcus spp., Streptococcus spp., e Bacteroides spp., Fusobacterium spp., Gardnerella vaginalis, Mobiluncus, Prevotella spp., e organismos entéricos gramnegativos, como Escherichia coli.^{[28][29][44][53][54][55][56][57][58]} Tamén se encontran frecuentemente na vaxina o fungo Candida albicans, e as bacterias Mycoplasma e Ureaplasma.^[49][53][57] Algunhas das bacterias obrigadas e facultativas anaerobias están asociadas coa vaxinose bacteriana.^[56] No estudo de pirosecuenciación realizado por Ravel et al.,^[44] da microflora vaxinal de 396 mulleres asintomáticas, de catro grupos étnicos (negros, brancos, asiáticos e hispánicos) igualmente representados, atopáronse cinco comunidades diferentes de microflora vaxinal, e catro desas comunidades estaban dominadas respectivamente por Lactobacillus crispatus, L. gasseri, L. iners e L. jensenii e a quinta tiña altas proporcións de bacterias anaerobias estritas, predominantemente Megasphaera, Prevotella, Sneathia e Streptococcus (e foi denominado o grupo diverso). Hummelen et al.^[43] pirosecuenciaron (estudando o xene do ARNr 16S) a microflora vaxinal de 132 mulleres tanzanas VIH positivas e detectaron oito agrupacións ou clusters principais. As dúas agrupacións de especies que estaban fortemente asociadas con microfloras vaxinais normais, estaban dominadas por L. iners e L. crispatus respectivamente. Catro das agrupacións estaban fortemente asociadas con vaxinose bacteriana, e estaban dominadas por G. vaginalis, Lachnospiraceae, P. bivia ou unha mestura de diferentes especies. Os dous agrupamentos restantes estaban representados pola combinación L. iners/G. vaginalis nun deles e Lachnospiraceae/Veillonellaceae no outro. Ademais, G. vaginalis e L. iners foron detectados en todas as mostras, polo que foron propostas como os membros centrais da microflora vaxinal.^[43]

Microflora vaxinal normal

Algúns estudos recentes proporcionaron un mellor coñecemento da composición da microflora vaxinal, e cada vez está máis claro que podería ser unha sobresimplificación da realidade considerar que hai un simple núcleo de especies na microflora vaxinal dominado polos lactobacilos. Detectáronse máis de 20 especies vaxinais de Lactobacillus, aínda que só 4 ou 5, concretamente L. crispatus, L. gasseri, L. iners, L. jensenii e posiblemente L. vaginalis dominan o econicho vaxinal.^{[28][42][44][46][58][59][60][61]} Varios estudos demostraron que unha significativa proporción (do 7 ao 33%) de mulleres saudables asintomáticas (especialmente negras e hispanas ^[44][59] carecían de cantidades apreciables de especies de Lactobacillus na súa vaxina,^{[43][44][46][58][59][62]} as cales podían estar substituídas por outras bacterias produtoras de ácido láctico que contribúen á produción de ácido vaxinal por fermentación, como certas especies dos xéneros Atopobium, Leptotrichia, Leuconostoc, Megasphaera, Pediococcus, Streptococcus e Weissella,^{[46][59][63][64]} e tamén illados de Escherichia coli poden acidificar o seu medio de cultivo in vitro ao produciren lactato.^[65] O fungo C. albicans tamén produce ácido, para vivir en ambientes de pHs baixos e coexistir con lactobacilos.^[66][67] Un feito interesante é que todas as poboacións étnicas teñen comunidades de microflora vaxinal que conteñen bacterias produtoras de ácido láctico.^[44][46] .^[64][68][69] Isto indica que, aínda que a estrutura das comunidades bacterianas poida diferir entre as poboacións, pode manterse a boa saúde sempre que se manteñan as funcións normais desas comunidades, como pode ser a produción de ácido láctico.^[46][70] Isto está en concordancia co descuberto en estudos previos ^[59][62] e pide unha reavaliación da opinión predominante de que a microflora vaxinal normal está sempre caracterizada pola presenza de gran cantidade de lactobacilos. Forney et al.^[71] postularon o seguinte: ”Sospeitamos que a causa e a curación da vaxinose bacteriana continuará a ser enigmática ata que se recoñeza que, aínda que “normal e saudable” pode ser igual a ter grandes cantidades de lactobacilos, igualar o inverso (“non saudable”) con baixa cantidade ou ningún lactobacilo non é necesariamente certo”. Isto implica que non todas as comunidades poden ser igual de resistentes, de modo que se a resistencia dunha comunidade vaxinal é baixa entón o cambio transitorio na estrutura destas comunidades pode ocorrer máis facilmente en resposta a perturbacións de varios tipos, como menstruacións, relacións sexuais, duchas vaxinais e prácticas contraceptivas.^[59] Zhou et al.^[59] presentaron a hipótese de que: "Estas diferenzas na estrutura e composición das comunidades microbianas poden subxacer nas ben coñecidas diferenzas na susceptibilidade das mulleres neses grupos étnicos á vaxinose bacteriana e a varias infeccións vaxinais".^[59][72][73] Aínda que se concorda en que se debe ser cauteloso sobre qué flora vaxinal se debe considerar perturbada, e aínda que o ácido (láctico) o producen moitas especies en cada unha destas comunidades, a observación de Mirmonsef et al.^[74] que enfatiza a importancia do pH vaxinal e non a mera produción de ácido para establecer unha microflora vaxinal normal pode estar xustficada. A importancia de manter os pHs baixos como un mecanismo protector tamén se segue do feito de que o pH decrece máis durante o embarazo. Varios estudos suxiren que a vaxinose bacteriana sen síntomas clínicos segue sendo un factor de risco, non só en casos de infección por ETS/VIH^[75], senón tamén para obter resultados obstétricos malos.^[66][76] A produción de ácido pode ser contrarrestada de xeito diferente por distintos tipos de microflora vaxinal, e a microflora vaxinal non dominada por lactobacilos pode producir máis aminas e amoníaco, debido ás actividades proteolíticas, que son un trazo indicativo dunha microflora vaxinal alterada.

Menstruación

Durante a menstruación, a concentración do microbioma vaxinal declina.^[77] Debátese o efecto do uso de tampóns sobre a flora vaxinal, pero o seu uso non paredce modificar significativamente o equilibrio da presenza bacteriana.

Prevención de enfermidades

Un microbioma vaxinal saudable axuda a previr a vaxinose bacteriana, infeccións por lévedos (como a candidíase vaxinal ou vulvovaxinite por Candida) e outros posibles problemas ao manter un pH ácido (< 4,5) na vaxina, que é pouco favorable para o crecemento dos patóxenos comúns, como Gardnerella vaginalis. Os lactobacilos presentes no microbioma vaxinal saudable tamén ocupan un nicho ecolóxico que doutro modo podería ser aproveitado polos organismos patóxenos. Con todo, as bacteria daniñas ou un desequilibrio nas bacterias poden orixinar infección.

Notas

1. Vasquez, A.; Jakobsson, T.; Ahrne, S.; Forsum, U.; Molin, G. (2002). "Vaginal Lactobacillus Flora of Healthy Swedish Women". Journal of Clinical Microbiology 40 (8): 2746–2749. doi:10.1128/JCM.40.8.2746-2749.2002. PMC 120688. PMID 12149323.
2. Graver, M., and J. Wade. 2011. The role of acidification in the inhibition of Neisseria gonorrhoeae by vaginal lactobacilli during anaerobic growth. Ann. Clin. Microbiol. Antimicrob. 10:8.
3. Matu, M. N., G. O. Orinda, E. N. M. Njagi, C. R. Cohen, and E. A. Bukusi. 2010. In vitro inhibitory activity of human vaginal lactobacilli against pathogenic bacteria associated with bacterial vaginosis in Kenyan women. Anaerobe 16:210-215.
4. Skarin, A., and J. Sylwan. 1986. Vaginal Lactobacilli inhibiting growth of Gardnerella vaginalis, Mobiluncus and other bacterial species cultured from vaginal content of women with bacterial vaginosis. APMIS. 94:399-403.
5. Strus, M., M. Malinowska, and P. B. Heczko. 2002. In vitro antagonistic effect of Lactobacillus on organisms associated with bacterial vaginosis. J. Reprod. Med. 47:41-46.
6. Boris, S., and C. Barbes. 2000. Role played by lactobacilli in controlling the population of vaginal pathogens. Microb. Infect. 2:543-546.
7. Al-Mushrif, S., and B. M. Jones. 1998. A study of the prevalence of hydrogen peroxide generating lactobacilli in bacterial vaginosis: The determination of H₂O₂ concentrations generated, in vitro , by isolated strains and the levels found in vaginal secretions of women with and without infection. J. Obstet. Gynaecol. 18:63-67.
8. Aroutcheva, A., D. Gariti, M. Simon, S. Shott, J. Faro, J. A. Simoes, A. Gurguis, and S. Faro. 2001. Defense factors of vaginal lactobacilli. Am. J. Obstet. Gynecol. 185:375-379.
9. Martin, R., and J. E. Suarez. 2010 Biosynthesis and degradation of H₂O₂ by vaginal lactobacilli. Appl. Environ. Microbiol. 76:400-405.
10. O'Hanlon, D., T. Moench, and R. Cone. 2011. In vaginal fluid, bacteria associated with bacterial vaginosis can be suppressed with lactic acid but not hydrogen peroxide. BMC Infect. Dis.11:200.
11. Tomas, M. S., M. Claudia Otero, V. Ocana, and M. Elena Nader-Macias. 2004. Production of antimicrobial substances by lactic acid bacteria I: Determination of hydrogen peroxide. Methods Mol. Biol. 268:337-346.
12. Vallor, A. C., M. A. Antonio, S. E. Hawes, and S. L. Hillier. 2001. Factors associated with acquisition of, or persistent colonization by, vaginal lactobacilli: Role of hydrogen peroxide production. J. Infect. Dis. 184:1431-1436.
13. Linhares, I. M., P. R. Summers, B. Larsen, P. C. Giraldo, and S. S. Witkin. 2011. Contemporary perspectives on vaginal pH and lactobacilli. Am. J. Obstet. Gynecol. 204:120.e1-120.e5.
14. Redondo-Lopez, V., R. L. Cook, and J. D. Sobel. 1990. Emerging role of lactobacilli in the control and maintenance of the vaginal bacterial microflora. Rev. Infect. Dis. 12:856-872.
15. Dahiya, R. S., and M. L. Speck. 1968. Hydrogen peroxide formation by lactobacilli and its effect on Staphylococcus aureus. J. Dairy Sci. 51:1568-1572.
16. Thompson, R., and A. Johnson. 1951. The inhibitory action of saliva on the diphtheria Bacillus:Hydrogen peroxide, the inhibitory agent produced by salivary streptococci. J. Infect. Dis.88:81-85.
17. Wheater, D. M., A. Hirsch, and A. T. R. Mattick. 1952. Possible identity of lactobacillin with hydrogen peroxide produced by lactobacilli. Nature 170:623-624.
18. Eschenbach, D. A., P. R. Davick, B. L. Williams, S. J. Klebanoff, K. Young-Smith, C. M. Critchlow, and K. K. Holmes. 1989. Prevalence of hydrogen peroxide-producing Lactobacillus species in normal women and women with bacterial vaginosis. J. Clin. Microbiol. 27:251-256.
19. Hillier, S. L., M. A. Krohn, S. J. Klebanoff, and D. A. Eschenbach. 1992. The relationship of hydrogen peroxide-producing lactobacilli to bacterial vaginosis and genital microflora in pregnant women. Obstet. Gynecol. 79:369-373.
20. Klebanoff SJ, S. D. 1970. Peroxidase-mediated antimicrobial activity of rat uterine fluid. Gynecol Invest 1:21-30.
21. Klebanoff, S. J., S. L. Hillier, D. A. Eschenbach, and A. M. Waltersdorph. 1991. Control of the microbial flora of the vagina by H202-generating lactobacilli. J. Infect. Dis. 164:94-100.
22. Klebanoff, S. J., and R. W. Coombs. 1991. Viricidal effect of Lactobacillus acidophilus on human immunodeficiency virus type 1: Possible role in heterosexual transmission. J. Exp. Med. 174:289-292.
23. Atashili, J., C. Poole, P. M. Ndumbe, A. A. Adimora, and J. S. Smith. 2008. Bacterial vaginosis and HIV acquisition: A meta-analysis of published studies. AIDS 22:1493-1501.
24. Baeten, J. M., W. M. Hassan, V. Chohan, B. A. Richardson, K. Mandaliya, J. O. Ndinya-Achola, W. Jaoko, and R. S. McClelland. 2009. Prospective study of correlates of vaginal Lactobacillus colonisation among high-risk HIV-1 seronegative women. Sex. Transm. Infect. 85:348-353.
25. Cantoni, O, Brandi, G, Schiavano, F. G, Albano, A, and Cattabeni, F. 1989. Lethality of hydrogen peroxide in wild type and superoxide dismutase mutants of Escherichia coli. (A hypothesis on the mechanism of H₂O₂-induced inactivation of Escherichia coli), Vol. 70. Elsevier, Shannon, Ireland.
26. Demba, E., L. Morison, M. van der Loeff, A. Awasana, E. Gooding, R. Bailey, P. Mayaud, and B. West. 2005. Bacterial vaginosis, vaginal flora patterns and vaginal hygiene practices in patients presenting with vaginal discharge syndrome in The Gambia, West Africa. BMC Infect. Dis.5:12.
27. Wilks, M., R. Wiggins, A. Whiley, E. Hennessy, S. Warwick, H. Porter, A. Corfield, and M. Millar. 2004. Identification and H₂O₂ production of vaginal lactobacilli from pregnant women at high risk of preterm birth and relation with outcome. J. Clin. Microbiol. 42:713-717.
28. Verhelst, R., H. Verstraelen, G. Claeys, G. Verschraegen, L. Van Simaey, C. De Ganck, E. De Backer, M. Temmerman, and M. Vaneechoutte. 2005. Comparison between Gram stain and culture for the characterization of vaginal microflora: Definition of a distinct grade that resembles grade I microflora and revised categorization of grade I microflora. BMC Microbiol. 5:61.
29. De Backer, E., R. Verhelst, H. Verstraelen, M. A. Alqumber, J. P. Burton, J. R. Tagg, M. Temmerman, and M. Vaneechoutte. 2007. Quantitative determination by real-time PCR of four vaginal Lactobacillus species, Gardnerella vaginalis and Atopobium vaginae indicates an inverse relationship between L. gasseri and L. iners. BMC Microbiol. 7:115
30. Antonio, M. A., S. E. Hawes, and S. L. Hillier. 1999. The identification of vaginal Lactobacillus species and the demographic and microbiologic characteristics of women colonized by these species. J. Infect. Dis. 180:1950-1956.
31. Antonio, M. A. D., L. K. Rabe, and S. L. Hillier. 2005. Colonization of the rectum by Lactobacillus species and decreased risk of bacterial vaginosis. J. Infect. Dis. 192:394-398.
32. Hawes, S. E., S. L. Hillier, J. Benedetti, C. E. Stevens, L. A. Koutsky, P. l. Wolner-Hanssen, and K. K. Holmes. 1996. Hydrogen peroxide-producing lactobacilli and acquisition of vaginal infections. J. Infect. Dis. 174:1058-1063.
33. O'Hanlon, D. E., B. R. Lanier, T. R. Moench, and R. A. Cone. 2010. Cervicovaginal fluid and semen block the microbicidal activity of hydrogen peroxide produced by vaginal lactobacilli. BMC Infect. Dis.10:120.
34. Alpay-Karaoglu, S., F. Aydin, S. S. Kilic, and A. O. Kilic. 2002. Antimicrobial activity and characteristics of bacteriocins produced by vaginal lactobacilli. Turk. J. Med. Sci. 33:7-12.
35. Tahara, T., and K. Kanatani. 1997. Isolation and partial characterization of crispacin A, a cellassociated bacteriocin produced by Lactobacillus crispatus JCM 2009. FEMS Microbiol. Lett. 147:287-290.
36. Turovskiy, Y., R. D. Ludescher, A. A. Aroutcheva, S. Faro, and M. L. Chikindas. 2009. Lactocin 160, a bacteriocin produced by vaginal Lactobacillus rhamnosus, targets cytoplasmic membranes of the vaginal pathogen, Gardnerella vaginalis. Probiotics Antimicrob. Proteins 1:67-74.
37. Klaenhammer, T. R. 1988. Bacteriocins of lactic acid bacteria. Biochimie 70:337-349.
38. ten Brink, B., M. Minekus, J. M. van der Vossen, R. J. Leer, and J. H. Huis in't Veld. 1994. Antimicrobial activity of lactobacilli: Preliminary characterization and optimization of production of acidocin B, a novel bacteriocin produced by Lactobacillus acidophilus M46. J. Appl. Bacteriol.77:140-148.
39. McGroarty, J. A., and G. Reid. 1988. Detection of a Lactobacillus substance that inhibits Escherichia coli. Can. J. Microbiol. 34:974-978.
40. Ocana, V. S., A. A. Pesce de Ruiz Holgado, and M. E. Nader-Marcias. 1991. Characteristics of a bacteriocins-like substance produced by a vaginal Lactobacillus salivarius strain. Appl. Env. Microbiol. 65:5631-5635.
41. Dembele, T., V. Obdrzalek, and M. Votava. 1998. Inhibition of bacterial pathogens by lactobacilli. Zentralbl. Bakteriol. 288:395-401.
42. Lopes dos Santos Santiago, G., P. Cools, H. Verstraelen, M. Trog, G. Missine, N. El Aila, R. Verhelst, I. Tency, G. Claeys, M. Temmerman, and M. Vaneechoutte. 2011. Longitudinal study of the dynamics of vaginal microflora during two consecutive menstrual cycles. PLOS ONE 6:e28180.
43. Hummelen, R., A. D. Fernandes, J. M. Macklaim, R. J. Dickson, J. Changalucha, G. B. Gloor, and G. Reid. 2010. Deep sequencing of the vaginal microbiota of women with HIV. PloS One 5:e12078.
44. Ravel, J., P. Gajer, Z. Abdo, G. M. Schneider, S. S. Koenig, S. L. McCulle, S. Karlebach, R. Gorle, J. Russell, C. O. Tacket, R. M. Brotman, C. C. Davis, K. Ault, L. Peralta, and L. J. Forney. 2011. Vaginal microbiome of reproductive-age women. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 108:4680-4687.
45. Giorgi, A., S. Torriani, F. Dellaglio, G. Bo, E. Stola, and L. Bernuzzi. 1987. Identification of vaginal lactobacilli from asymptomatic women. Microbiologica 10:377-384.
46. Zhou, X., S. J. Bent, M. G. Schneider, C. C. Davis, M. R. Islam, and L. J. Forney. 2004. Characterization of vaginal microbial communities in adult healthy women using cultivationindependent methods. Microbiol. 150:2565-2573.
47. Zhou, X., M. A. Hansmann, C. C. Davis, H. Suzuki, C. J. Brown, U. Schütte, J. D. Pierson, and L. J. Forney. 2010. The vaginal bacterial communities of Japanese women resemble those of women in other racial groups. FEMS Immunol. Med. Microbiol. 58:169-181.
48. Zozaya-Hinchliffe, M., R. Lillis, D. H. Martin, and M. J. Ferris. 2010. Quantitative PCR assessments of bacterial species in women with and without bacterial vaginosis. J. Clin. Microbiol. 48:1812-1819.
49. Hillier, S. L. 2008. Normal genital flora, p. 289–307, Sex. Transm. Dis. McGraw-Hill Companies, New York.
50. Ley, R. E., D. A. Peterson, and J. I. Gordon. 2006. Ecological and evolutionary forces shaping microbial diversity in the human intestine. Cell 124:837-848.
51. Danielsson, D., P. K. Teigen, and H. Moi. 2011. The genital econiche: Focus on microbiota and bacterial vaginosis. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1230:48-58.
52. Dominguez-Bello, M. G., E. K. Costello, M. Contreras, M. Magris, G. Hidalgo, N. Fierer, and R. Knight. 2010. Delivery mode shapes the acquisition and structure of the initial microbiota across multiple body habitats in newborns. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 107:11971-11975.
53. Bartlett, J. G., A. B. Onderdonk, E. Drude, C. Goldstein, M. Anderka, S. Alpert, and W. M. McCormack. 1977. Quantitative bacteriology of the vaginal flora. J. Infect. Dis. 136:271-277.
54. Johnson, S. R., C. R. Petzold, and R. P. Galask. 1985. Qualitative and quantitative changes of the vaginal microbial flora during the menstrual cycle. Am. J. Reprod. Immunol. Microbiol. 9:1-5.
55. Kalra, A., C. Palcu, J. Sobel, and R. Akins. 2007. Bacterial vaginosis: Culture- and PCR-based characterizations of a complex polymicrobial disease’s pathobiology. Curr. Infect. Dis. Rep. 9:485-500.
56. Larsen, B., and G. R. Monif. 2001. Understanding the bacterial flora of the female genital tract. Clin. Infect. Dis. 32:e69-77.
57. Sautter, R. L., and W. J. Brown. 1980. Sequential vaginal cultures from normal young women. J. Clin. Microbiol. 11:479-484.
58. Verhelst, R., H. Verstraelen, G. Claeys, G. Verschraegen, J. Delanghe, L. Van Simaey, C. De Ganck, M. Temmerman, and M. Vaneechoutte. 2004. Cloning of 16S rRNA genes amplified from normal and disturbed vaginal microflora suggests a strong association between Atopobium vaginae, Gardnerella vaginalis and bacterial vaginosis. BMC Microbiol. 4:16.
59. Zhou, X., C. J. Brown, Z. Abdo, C. C. Davis, M. A. Hansmann, P. Joyce, J. A. Foster, and L. J. Forney. 2007. Differences in the composition of vaginal microbial communities found in healthy Caucasian and black women. ISME J. 1:121-133.
60. Pavlova, S. I., A. O. Kilic, S. S. Kilic, J. S. So, M. E. Nader-Macias, J. A. Simoes, and L. Tao. 2002. Genetic diversity of vaginal lactobacilli from women in different countries based on 16S rRNA gene sequences. J. Appl. Microbiol. 92:451-459.
61. Burton, J. P., and G. Reid. 2002. Evaluation of the bacterial vaginal flora of 20 postmenopausal women by direct (Nugent score) and molecular (polymerase chain reaction and denaturing gradient gel electrophoresis) techniques. J. Infect. Dis. 186:1770-1780.
62. Hyman, R. W., M. Fukushima, L. Diamond, J. Kumm, L. C. Giudice, and R. W. Davis. 2005. Microbes on the human vaginal epithelium. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 102:7952-7957.
63. Fredricks, D. N., T. L. Fiedler, and J. M. Marrazzo. 2005. Molecular identification of bacteria associated with bacterial vaginosis. N. Engl. J. Med. 353:1899-1911.
64. Jin, L., L. Tao, S. I. Pavlova, J. S. So, N. Kiwanuka, Z. Namukwaya, B. A. Saberbein, and M. Wawer. 2007. Species diversity and relative abundance of vaginal lactic acid bacteria from women in Uganda and Korea. J. Appl. Microbiol. 102:1107-1115.
65. McCabe, K., M. D. Mann, and M. D. Bowie. 1998. D-lactate production and [14C]succinic acid uptake by adherent and nonadherent Escherichia coli. Infect. Immun. 66:907-911.
66. Martin, H. L., B. A. Richardson, P. M. Nyange, L. Lavreys, S. L. Hillier, B. Chohan, K. Mandaliya, J. O. Ndinya-Achola, J. Bwayo, and J. Kreiss. 1999. Vaginal lactobacilli, microbial flora, and risk of human immunodeficiency virus type 1 and sexually transmitted disease acquisition. J. Infect. Dis. 180:1863-1868.
67. Klinke, T., S. Kneist, J. J. de Soet, E. Kuhlisch, S. Mauersberger, A. Forster, and W. Klimm. 2009. Acid production by oral strains of Candida albicans and lactobacilli. Caries Res. 43:83- 91.
68. Nam, H., K. Whang, and Y. Lee. 2007. Analysis of vaginal lactic acid producing bacteria in healthy women. J. Microbiol. 45:515-520.
69. Rodriguez Jovita, M., M. D. Collins, B. Sjoden, and E. Falsen. 1999. Characterization of a novel Atopobium isolate from the human vagina: Description of Atopobium vaginae sp. nov. Int. J. Syst. Bacteriol. 49:1573-1576.
70. Yamamoto, T., X. Zhou, C. J. Williams, A. Hochwalt, and L. J. Forney. 2009. Bacterial populations in the vaginas of healthy adolescent women. J. Pediatr. Adolesc. Gynecol.22:11- 18.
71. Forney, L. J., J. A. Foster, and W. Ledger. 2006. The vaginal flora of healthy women is not always dominated by Lactobacillus species. J. Infect. Dis. 194:1468-1469.
72. Martin, J. A., B. E. Hamilton, P. D. Sutton, S. J. Ventura, T. J. Mathews, S. Kirmeyer, and M. J. Osterman. 2010. Births: Final data for 2007. National vital statistics reports 58:1-85.
73. Ness, R. B., S. Hillier, H. E. Richter, D. E. Soper, C. Stamm, D. C. Bass, R. L. Sweet, and P. Rice. 2003. Can known risk factors explain racial differences in the occurrence of bacterial vaginosis? J. Natl. Med. Assoc. 95:201-212.
74. Mirmonsef, P., D. Gilbert, R. S. Veazey, J. Wang, S. R. Kendrick, and G. T. Spear. 2012. A comparison of lower genital tract glycogen and lactic acid levels in women and macaques: Implications for HIV and SIV susceptibility. AIDS Res. Hum. Retroviruses 28:76-81.
75. infeccións por ETS/VIH = enfermidades de transmisión sexual/virus da inmunodeficiencia humano
76. Hillier, S. L., R. P. Nugent, D. A. Eschenbach, M. A. Krohn, R. S. Gibbs, D. H. Martin, M. F. Cotch, R. Edelman, J. G. Pastorek, A. V. Rao, D. McNellis, J. A. Regan, J. C. Carey, and M. A. Klebanoff. 1995. Association between bacterial vaginosis and preterm delivery of a lowbirth- weight infant. N. Engl. J. Med. 333:1737-1742.
77. Onderdonk, A. B.; Zamarchi, G. R.; Walsh, J. A.; Mellor, R. D.; Muñoz, A.; Kass, E. H. (1986). "Methods for quantitative and qualitative evaluation of vaginal microflora during menstruation". Applied and environmental microbiology 51 (2): 333–339. PMC 238869. PMID 3954346.

Véxase tamén

Outros artigos

• Flora humana
• Proxecto microbioma humano
• Flora da pel
• Flora intestinal
• Flora oral