Proteínas de unión al ADN

Proteína Cro unida al ADN.

Interacción del ADN (naranja) con las histonas (azul). Los aminoácidos básicos de estas proteínas se unen a los grupos fosfato ácidos en el ADN.

El represor del fago lambda es un factor de transcripción con un dominio HTH que se une a su ADN diana.^[1]​

La enzima de restricción EcoRV (verde) formando un complejo con su ADN diana.^[2]​

Las proteínas de unión al ADN son proteínas que tienen dominios de unión al ADN y, por lo tanto, tienen una afinidad específica o general por el ADN monocatenario o bicatenario.^[3]​^[4]​^[5]​ Las proteínas de unión a secuencias específicas del ADN generalmente interactúan con el surco mayor del ADN-B, porque expone más grupos funcionales que identifican un par de bases. Sin embargo, existen algunos ligandos de unión al surco menor del ADN conocidos como netropsina,^[6]​ distamicina, Hoechst 33258, pentamidina, DAPI y otros.^[7]​

Ejemplos

Las proteínas de unión al ADN incluyen factores de transcripción que modulan el proceso de transcripción, varias polimerasas, nucleasas que cortan y degradan moléculas de ADN e histonas que participan en el empaquetamiento cromosómico y en el proceso de transcripción en el núcleo celular. Las proteínas de unión al ADN pueden incorporar dominios como los dedos de zinc, la hélice-giro-hélice (HTH) y la cremallera de leucina (entre muchos otros) que facilitan la unión al ácido nucleico. También hay ejemplos menos comunes activadores de la transcripción, como son los efectores.

Interacciones proteína-ADN no específicas

Las proteínas estructurales que se unen al ADN son ejemplos bien conocidos de interacciones proteína-ADN no específicas. Dentro de los cromosomas, el ADN se mantiene en complejos con proteínas estructurales. Estas proteínas organizan el ADN en una estructura compacta llamada cromatina. En eucariotas, esta estructura implica la unión del ADN a un complejo de pequeñas proteínas básicas llamadas histonas. En los procariotas, participan múltiples tipos de proteínas.^[8]​^[9]​ Las histonas forman un complejo en forma de disco llamado nucleosoma, que contiene dos vueltas completas de ADN de doble hebra envuelto alrededor de su superficie. Estas interacciones inespecíficas se forman a través de residuos básicos en las histonas que forman enlaces iónicos con la estructura ácida del enlace azúcar-fosfato del ADN y, por lo tanto, son en gran medida independientes de la secuencia de bases.^[10]​ Las modificaciones químicas que pueden sufrir estos residuos de aminoácidos básicos incluyen metilación, fosforilación y acetilación.^[11]​ Estos cambios químicos alteran la fuerza de la interacción entre el ADN y las histonas, haciendo que el ADN sea más o menos accesible a los factores de transcripción, modificando así la tasa de transcripción.^[12]​ Otras proteínas de unión al ADN no específicas en la cromatina incluyen las proteínas del grupo de alta movilidad (HMG), que se unen al ADN plegado.^[13]​ Los estudios biofísicos llevados a cabo muestran que estas proteínas arquitectónicas HMG se unen y se pliegan formando un bucle de ADN para poder realizar sus funciones biológicas.^[14]​^[15]​ Estas proteínas son importantes para plegar grupos de nucleosomas y organizarlos en estructuras mayores que finalmente dan lugar a los cromosomas.^[16]​

Proteínas que se unen específicamente al ADN monocatenario

Un grupo distinto de proteínas de unión al ADN son las proteínas que se unen específicamente al ADN monocatenario. En los seres humanos, la proteína de replicación A es la más estudiada y mejor conocida de esta familia y se utiliza en procesos en los que se produce una apertura de la doble hélice, tales como la replicación, la recombinación y la reparación del ADN.^[17]​ Estas proteínas de unión parecen estabilizar el ADN monocatenario y protegerlo de la formación de estructuras tipo tallo-bucle o de ser degradado por nucleasas.

Unión a secuencias de ADN específicas

Por el contrario, otras proteínas han evolucionado para unirse a secuencias de ADN específicas. Los más estudiados son los denominados factores de transcripción, que son proteínas que regulan la transcripción de determinados genes de forma específica. Cada factor de transcripción se une a un conjunto específico de secuencias de ADN y activa o inhibe la transcripción de aquellos genes que presentan estas secuencias en sus promotores. Los factores de transcripción hacen esto de dos formas. En primer lugar, pueden unirse a la ARN polimerasa responsable de la transcripción, ya sea directamente o mediante otras proteínas mediadoras; esto ubica la polimerasa en el promotor y le permite comenzar la transcripción.^[18]​ Alternativamente, los factores de transcripción pueden unirse a enzimas que modifican las histonas en el promotor. Esto altera la accesibilidad de la polimerasa al ADN molde.^[19]​

Estas secuencias diana pueden estar distribuidas en distintos puntos a lo largo de todo el genoma de un organismo. Por lo tanto, los cambios en la actividad de un determinado factor de transcripción pueden afectar a miles de genes (lo que se denomina efecto pleiotrópico).^[20]​ De este modo, estas proteínas son a menudo los objetivos de los procesos de transducción de señales que controlan las respuestas a los cambios ambientales o el desarrollo y la diferenciación celular. La especificidad de las interacciones de estos factores de transcripción con el ADN proviene de las interacciones específicas que tienen lugar con los nucleótidos, lo que les permite reconocer la secuencia de ADN. La mayoría de estas interacciones con las bases se realizan en el surco mayor, donde las bases son más accesibles.^[21]​ Las descripciones matemáticas de la unión ADN-proteína que tienen en cuenta la especificidad de secuencia y la unión competitiva y cooperativa de proteínas de diferentes tipos se suelen realizar con la ayuda de modelos de rejilla.^[22]​ Se han propuesto métodos computacionales para identificar la especificidad de la secuencia de unión al ADN para hacer un buen uso de los abundantes datos de secuencia en la era post-genómica.^[23]​

Interacciones proteína-ADN

Las interacciones proteína-ADN se producen cuando una proteína se une a una molécula de ADN, a menudo para regular la expresión de dicho ADN, generalmente la expresión de un gen. Entre las proteínas que se unen al ADN se encuentran factores de transcripción que activan o reprimen la expresión génica al unirse a motivos de ADN e histonas que forman parte de la estructura del ADN y se unen a él de manera menos específica. También las proteínas que reparan el ADN, como la uracil-ADN glicosilasa, interactúan estrechamente con él.

En general, las proteínas se unen al ADN en el surco mayor, pero existen excepciones.^[24]​ Las interacciones proteína-ADN son principalmente de dos tipos: específicas o inespecíficas. Experimentos recientes de molécula única demostraron que las proteínas de unión al ADN se vuelven a unir rápidamente para que dicha unión se produzca en la orientación correcta y así reconocer la secuencia diana.^[25]​

Diseño

El diseño de proteínas de unión al ADN que tienen un sitio de unión específico ha sido y es un gran reto dentro del ámbito de la biotecnología. Se han diseñado proteínas con dedos de zinc para unirse a secuencias de ADN específicas, siendo ésta la base de las nucleasas con dedos de zinc utilizadas como herramienta biotecnológica. Recientemente, también se han creado nucleasas efectoras de tipo activadoras de la transcripción (TALEN) que se basan en proteínas naturales secretadas por la bacteria Xanthomonas a través de su sistema de secreción tipo III cuando infectan varias especies de plantas.^[26]​

Métodos de detección

Existen diversas técnicas in vivo e in vitro que son útiles para detectar interacciones proteína-ADN. A continuación, se enumeran algunos métodos actualmente en uso:^[27]​

• Ensayo de retardo en gel (EMSA): es una técnica cualitativa generalizada para estudiar las interacciones proteína-ADN de factores de transcripción conocidos.^[28]​^[29]​
• Interacción proteína-ADN - Ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (DPI-ELISA): esta técnica permite el análisis cualitativo y cuantitativo de las preferencias de unión al ADN de proteínas conocidas in vitro.^[30]​^[31]​ Además, esta técnica permite el análisis de complejos de proteínas que se unen al ADN (DPI-Recruitment-ELISA). También permite la detección automática de varias sondas de nucleótidos debido a su formato de placa ELISA estándar.^[32]​^[33]​
• Ensayo de huella de ADNasa o footprinitng: se puede utilizar para identificar los sitios específicos de unión de una proteína al ADN con una resolución de un par de bases.^[34]​
• Inmunoprecipitación de cromatina: se usa para identificar in vivo las regiones diana de ADN de un factor de transcripción conocido. Esta técnica, cuando se combina con una secuenciación de alto rendimiento, se conoce como ChIP-Seq, y cuando se combina con microarrays se conoce como ChIP-chip.
• Sistema monohíbrido de levadura (Y1H): se utiliza para identificar qué proteína se une a un fragmento de ADN en particular. El sistema monohíbrido bacteriano (B1H) se utiliza para identificar qué proteína se une a un fragmento de ADN en particular.
• Determinación de la estructura mediante cristalografía de rayos X: se ha utilizado para proporcionar una resolución atómica muy detallada de las interacciones proteína-ADN.

Además de estos métodos, otras técnicas como SELEX, PBM (microarrays de unión a proteínas),microarrays de ADN, DamID, FAIRE o más recientemente DAP-seq se utilizan en el laboratorio para investigar las interacciones proteína-ADN tanto in vivo como in vitro.

Manipulación de las interacciones

Las interacciones proteína-ADN se pueden modular utilizando determinados estímulos como la fuerza iónica del tampón, el crowding macromolecular,^[35]​ la temperatura, el pH y el campo eléctrico. Esto puede llevar a una disociación / asociación reversible del complejo proteína-ADN.^[36]​^[37]​

Véase también

• Dominio bZIP
• ChIP-exo
• Software de simulación para la comparación de ácidos nucléicos
• Dominio de unión al ADN
• Hélice-bucle-hélice
• Hélice-giro-hélice
• Caja HMG
• Cremallera de leucina
• Lexitropsina (ligando de unión al ADN semi-sintético)
• Nucleoproteína
• Software predictivo del sitio de interacción proteína-ADN
• Proteínas de unión al ARN
• Proteínas de unión a ADN monocatenario
• Dedos de zinc

Referencias

1. Creado a partir de PDB 1LMB
2. Creado a partir de PDB 1RVA
3. Travers, A. A. (1993). DNA-protein interactions. London: Springer. ISBN 978-0-412-25990-6. 
4. Pabo CO, Sauer RT (1984). «Protein-DNA recognition». Annu. Rev. Biochem. 53 (1): 293-321. PMID 6236744. doi:10.1146/annurev.bi.53.070184.001453. 
5. Dickerson R.E. (1983). «The DNA helix and how it is read». Sci Am 249 (6): 94-111. Bibcode:1983SciAm.249f..94D. doi:10.1038/scientificamerican1283-94. 
6. Zimmer C, Wähnert U (1986). «Nonintercalating DNA-binding ligands: specificity of the interaction and their use as tools in biophysical, biochemical and biological investigations of the genetic material». Prog. Biophys. Mol. Biol. 47 (1): 31-112. PMID 2422697. doi:10.1016/0079-6107(86)90005-2. 
7. Dervan PB (April 1986). «Design of sequence-specific DNA-binding molecules». Science 232 (4749): 464-71. Bibcode:1986Sci...232..464D. PMID 2421408. doi:10.1126/science.2421408. 
8. Sandman K, Pereira S, Reeve J (1998). «Diversity of prokaryotic chromosomal proteins and the origin of the nucleosome». Cell Mol Life Sci 54 (12): 1350-64. PMID 9893710. doi:10.1007/s000180050259. 
9. Dame RT (2005). «The role of nucleoid-associated proteins in the organization and compaction of bacterial chromatin». Mol. Microbiol. 56 (4): 858-70. PMID 15853876. doi:10.1111/j.1365-2958.2005.04598.x. 
10. Luger K, Mäder A, Richmond R, Sargent D, Richmond T (1997). «Crystal structure of the nucleosome core particle at 2.8 A resolution». Nature 389 (6648): 251-60. Bibcode:1997Natur.389..251L. PMID 9305837. doi:10.1038/38444. 
11. Jenuwein T, Allis C (2001). «Translating the histone code». Science 293 (5532): 1074-80. PMID 11498575. doi:10.1126/science.1063127. 
12. Ito T (2003). Nucleosome Assembly and Remodeling. «Nucleosome assembly and remodelling». Curr Top Microbiol Immunol. Current Topics in Microbiology and Immunology 274. pp. 1-22. ISBN 978-3-642-62909-9. PMID 12596902. doi:10.1007/978-3-642-55747-7_1. 
13. Thomas J (2001). «HMG1 and 2: architectural DNA-binding proteins». Biochem Soc Trans 29 (Pt 4): 395-401. PMID 11497996. doi:10.1042/BST0290395. 
14. Murugesapillai, Divakaran; McCauley, Micah J.; Huo, Ran; Nelson Holte, Molly H.; Stepanyants, Armen; Maher, L. James; Israeloff, Nathan E.; Williams, Mark C. (2014). «DNA bridging and looping by HMO1 provides a mechanism for stabilizing nucleosome-free chromatin». Nucleic Acids Research 42 (14): 8996-9004. PMC 4132745. PMID 25063301. doi:10.1093/nar/gku635. 
15. Murugesapillai, Divakaran; McCauley, Micah J.; Maher, L. James; Williams, Mark C. (2017). «Single-molecule studies of high-mobility group B architectural DNA bending proteins». Biophysical Reviews 9 (1): 17-40. PMC 5331113. PMID 28303166. doi:10.1007/s12551-016-0236-4. 
16. Grosschedl R, Giese K, Pagel J (1994). «HMG domain proteins: architectural elements in the assembly of nucleoprotein structures». Trends Genet 10 (3): 94-100. PMID 8178371. doi:10.1016/0168-9525(94)90232-1. 
17. Iftode C, Daniely Y, Borowiec J (1999). «Replication protein A (RPA): the eukaryotic SSB». Crit Rev Biochem Mol Biol 34 (3): 141-80. PMID 10473346. doi:10.1080/10409239991209255. 
18. Myers L, Kornberg R (2000). «Mediator of transcriptional regulation». Annu Rev Biochem 69 (1): 729-49. PMID 10966474. doi:10.1146/annurev.biochem.69.1.729. 
19. Spiegelman B, Heinrich R (2004). «Biological control throughs regulated transcriptional coactivators». Cell 119 (2): 157-67. PMID 15479634. doi:10.1016/j.cell.2004.09.037. 
20. Li Z, Van Calcar S, Qu C, Cavenee W, Zhang M, Ren B (2003). «A global transcriptional regulatory role for c-Myc in Burkitt's lymphoma cells». Proc Natl Acad Sci USA 100 (14): 8164-9. Bibcode:2003PNAS..100.8164L. PMC 166200. PMID 12808131. doi:10.1073/pnas.1332764100. 
21. Pabo C, Sauer R (1984). «Protein-DNA recognition». Annu Rev Biochem 53 (1): 293-321. PMID 6236744. doi:10.1146/annurev.bi.53.070184.001453. 
22. Teif V.B.; Rippe K. (2010). «Statistical-mechanical lattice models for protein-DNA binding in chromatin.». Journal of Physics: Condensed Matter 22 (41): 414105. Bibcode:2010JPCM...22O4105T. PMID 21386588. arXiv:1004.5514. doi:10.1088/0953-8984/22/41/414105. 
23. Wong KC, Chan TM, Peng C, Li Y, Zhang Z (2013). «DNA Motif Elucidation using belief propagation». Nucleic Acids Research 41 (16): e153. PMC 3763557. PMID 23814189. doi:10.1093/nar/gkt574. 
24. Bewley CA, Gronenborn AM, Clore GM (1998). «Minor groove-binding architectural proteins: structure, function, and DNA recognition». Annu Rev Biophys Biomol Struct 27: 105-31. PMC 4781445. PMID 9646864. doi:10.1146/annurev.biophys.27.1.105. 
25. Ganji, Mahipal; Docter, Margreet; Le Grice, Stuart F. J.; Abbondanzieri, Elio A. (30 de septiembre de 2016). «DNA binding proteins explore multiple local configurations during docking via rapid rebinding». Nucleic Acids Research 44 (17): 8376-8384. ISSN 0305-1048. PMC 5041478. PMID 27471033. doi:10.1093/nar/gkw666. 
26. Clark KJ, Voytas DF, Ekker SC (September 2011). «A TALE of two nucleases: gene targeting for the masses?». Zebrafish 8 (3): 147-9. PMC 3174730. PMID 21929364. doi:10.1089/zeb.2011.9993. 
27. Cai YH, Huang H (July 2012). «Advances in the study of protein–DNA interaction». Amino Acids 43 (3): 1141-6. PMID 22842750. doi:10.1007/s00726-012-1377-9. 
28. Fried M, Crothers DM (1981). «Equilibria and kinetics of lac repressor-operator interactions by polyacrylamide gel electrophoresis». Nucleic Acids Res 9 (23). PMC 327619. PMID 6275366. doi:10.1093/nar/9.23.6505. 
29. Garner MM, Revzin A (1981). «A gel electrophoresis method for quantifying the binding of proteins to specific DNA regions: application to components of the Escherichia coli lactose operon regulatory system». Nucleic Acids Res. 9 (13). PMC 327330. PMID 6269071. doi:10.1093/nar/9.13.3047. 
30. Brand LH, Kirchler T, Hummel S, Chaban C, Wanke D (2010). «DPI-ELISA: a fast and versatile method to specify the binding of plant transcription factors to DNA in vitro.». Plant Methods 25 (6). PMID 21108821. doi:10.1186/1746-4811-6-25. 
31. Fischer SM, Böser A, Hirsch JP, Wanke D (2016). «Quantitative Analysis of Protein-DNA Interaction by qDPI-ELISA». Methods Mol. Biol. (1482): 49-66. PMID 27557760. doi:10.1007/978-1-4939-6396-6_4. 
32. Hecker A, Brand LH, Peter S, Simoncello N, Kilian J, Harter K, Gaudin V, Wanke D (2015). «The Arabidopsis GAGA-Binding Factor BASIC PENTACYSTEINE6 Recruits the POLYCOMB-REPRESSIVE COMPLEX1 Component LIKE HETEROCHROMATIN PROTEIN1 to GAGA DNA Motifs.». Plant Physiol. 163 (3): 1013-1024. PMID 26025051. doi:10.1104/pp.15.00409. 
33. Brand LH, Henneges C, Schüssler A, Kolukisaoglu HÜ, Koch G, Wallmeroth N, Hecker A, Thurow K, Zell A, Harter K, Wanke D (2013). «Screening for protein-DNA interactions by automatable DNA-protein interaction ELISA». PLoS One 8 (10). PMID 24146751. doi:10.1371/journal.pone.0075177. 
34. Galas DJ, Schmitz A (1978). «DNAse footprinting: a simple method for the detection of protein-DNA binding specificity». Nucleic Acids Res. 5 (9): 3157-3170. PMC 342238. PMID 212715. doi:10.1093/nar/5.9.3157. 
35. Ganji, Mahipal; Docter, Margreet; Grice, Stuart F.J. Le; Abbondanzieri, Elio A. (30 de septiembre de 2016). «DNA binding proteins explore multiple local configurations during docking via rapid rebinding». Nucleic Acids Research (en inglés) 44 (17): 8376-8384. ISSN 0305-1048. PMC 5041478. PMID 27471033. doi:10.1093/nar/gkw666. 
36. Hianik T, Wang J (2009). «Electrochemical Aptasensors – Recent Achievements and Perspectives». Electroanalysis 21 (11): 1223-1235. doi:10.1002/elan.200904566. 
37. Gosai A (2016). «Electrical Stimulus Controlled Binding/Unbinding of Human Thrombin-Aptamer Complex». Sci. Rep. 6: 37449. Bibcode:2016NatSR...637449G. PMC 5118750. PMID 27874042. doi:10.1038/srep37449. 

Enlaces externos

• Protein-DNA binding: data, tools & models (annotated list, constantly updated)
• Abalone tool for modeling DNA-ligand interactions.
• DBD database of predicted transcription factors Uses a curated set of DNA-binding domains to predict transcription factors in all completely sequenced genomes
• MeSH: DNA-Binding+Proteins (en inglés)

• Datos: Q2252764
• Multimedia: DNA-binding proteins / Q2252764